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Pipetage : les expérimentateurs humains ont-ils besoin d'informations sur la classe des liquides ?

Pipetage : les expérimentateurs humains ont-ils besoin d'informations sur la classe des liquides ?



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J'ai travaillé sur un projet de standardisation des protocoles où, entre autres, nous voulons que les protocoles puissent être exécutés de manière équivalente par les humains et les robots.

Quelque chose que j'ai remarqué en faisant cela, c'est qu'il y a une quantité d'informations radicalement différente généralement supposée nécessaire à un humain par rapport à un robot lorsqu'il s'agit de pipeter.

Avec un robot, il est généralement recommandé de bien comprendre la nature du liquide, de spécifier la classe de liquide (qui comprend des informations sur la viscosité, la volatilité, la polarité, etc.) pour pipeter 100 µL, vous obtenez en fait 100 µL. Un exemple typique est montré sur cette page par Hamilton.

Avec un expérimentateur humain, cependant, le protocole dit à peu près toujours "pipette 100 µL" et suppose que l'humain peut comprendre tous les problèmes potentiels auxquels nous devons être si prudents avec les robots.

Est-ce en fait une hypothèse sûre, ou simplement quelque chose que nous ne vérifions généralement pas lors du développement de protocoles pour les humains ? Est-ce vraiment évident intuitivement pour presque tous les liquides, ou nos protocoles devraient-ils également fournir plus de conseils aux humains ?


D'après mon expérience, il est très rare de voir un protocole pour les humains qui décrit comment pipeter un certain liquide, mais je n'ai pas autant d'années de pipetage que les autres.

En général, il appartient à l'expérimentateur d'observer le comportement du liquide et d'agir en conséquence. Il est assez facile de déterminer quand un liquide fuit (par exemple de l'éthanol) ou lorsqu'il est très visqueux (par exemple du glycérol), et de déterminer qu'un changement de technique est nécessaire. Dans ce cas, je demanderais à quelqu'un d'autre dans le laboratoire comment gérer la situation. C'est quelque chose que les robots ne peuvent pas faire.

Cependant, tout le monde ne dispose pas de l'aide d'un expert, et bien qu'il soit assez évident qu'une technique ne fonctionne pas, la solution n'est souvent pas intuitive. De plus, les conseils d'autres personnes dans le laboratoire pourraient être inutiles ou même inexacts. Par exemple, on m'a dit de couper l'embout d'une pipette afin de pipeter le Tween-20 plus facilement, mais en lisant cette réponse, j'ai découvert que ce n'était pas du tout recommandé ! (Voir la FAQ eppendorf liée ci-dessous).

Par conséquent, je dirais qu'à moins que le liquide ne soit pipeté de la même manière que l'eau, il est toujours utile de fournir des informations à ceux qui ne connaissent pas ou n'ont pas facilement accès à des praticiens experts.

Pour quelques exemples des types de problèmes auxquels les expérimentateurs sont confrontés, et donc quels liquides en particulier pourraient utiliser des instructions dans les protocoles, consultez cet ensemble de FAQ d'eppendorf sur la manipulation des liquides.


Je travaille sur un logiciel qui contrôle un modèle de pipette robotisée. Il y a plusieurs raisons pour lesquelles nous utilisons des définitions de classes liquides complexes :

  1. L'un des arguments de vente de l'utilisation d'un robot est sa vitesse élevée. Vous pouvez gérer une large gamme de viscosités si vous définissez une vitesse conservatrice (lente) pour l'aspiration/la distribution, mais pour les solutions qui ne l'exigent pas, nous aimerions pouvoir avancer plus rapidement. Dans de nombreux cas, les différentes classes de liquides visent à optimiser le temps requis tout en maintenant la précision et l'exactitude souhaitées.

  2. Les pipettes robotisées distribuent souvent plusieurs fois après une seule aspiration d'un plus grand volume. Pour ce faire avec précision, nous compensons une variété d'effets, y compris l'effet de la pression de la colonne, qui dépend de la densité du réactif. En fin de compte, il s'agit aussi en grande partie d'améliorer la vitesse.

  3. Dans certaines applications, la précision est particulièrement importante et vous pouvez utiliser des paramètres pour le robot qui améliorent la précision. Disons que vous avez quelque chose qui est extrêmement sensible pour obtenir le bon pH. Vous pouvez pré-titrer un tampon au pH correct et le charger dans le système, mais si vous essayez de produire une grille de dosage sur une microplaque, vous devrez créer un tas de tampons. Un système robotique bien calibré peut mélanger à partir de tampons de stock pour produire directement le test, car il a la précision nécessaire pour mélanger de très petits volumes.

N'ayant pas beaucoup d'expérience personnelle en laboratoire depuis l'école, je ne peux pas parler de la précision avec laquelle le pipetage est effectué dans les laboratoires par des êtres humains. Cela varie probablement beaucoup d'un laboratoire à l'autre et dépend probablement des compétences et du niveau de fatigue de la personne qui effectue le travail. Je l'ai fait assez de fois pour savoir que même le pipetage basique de solutions aqueuses a un peu de talent et j'étais heureux quand j'en avais fini avec les laboratoires qui en avaient besoin. En tout cas, j'ai pensé qu'il pourrait être utile d'avoir une idée de pourquoi le contrôle robotique semble tellement plus compliqué; c'est principalement parce que les robots essaient de le faire plus rapidement et sans pouvoir observer le comportement du réactif tout en l'utilisant.


Juste pour être clair, cela fait de nombreuses années que je n'ai pas fait de vrai travail de laboratoire, donc je ne suis certainement pas un expert sur la question spécifique. Cependant, j'ai pas mal d'expérience dans la rédaction d'instructions claires pour couvrir des processus complexes (et souvent sur mesure).

Comme l'a expliqué Dan Bryant, les systèmes robotiques absolument avoir besoin les détails supplémentaires afin d'accomplir leurs tâches optimisées pour la vitesse (et une méthode de contrôle sans les boucles de rétroaction intégrées qui viennent avec un humain).

Mon expérience dans l'écriture de procédures pour les humains est que le même niveau de détail sera en fait un point négatif important, du moins sur les techniques considérées comme des connaissances standard. Fournir ce que les humains considèrent comme des «détails inutiles» a tendance à entraîner un problème où votre procédure est «écrémée» pour des informations clés, ce qui peut entraîner une adhésion plus faible plutôt que des résultats améliorés.

Une autre considération est votre niveau d'expertise - savez-vous tous situation où une pipette spécifique à une tâche est requise ? Parce que si vous le spécifiez une fois, vous vous attendez à le spécifier à chaque fois, donc toute situation que vous manquez peut provoquer une erreur, et la probabilité d'erreur est plus élevée avec les opérateurs ayant moins d'expérience - le principal public pour les procédures détaillées.

Il existe des solutions, mais elles ont tendance à dépendre de vos normes de documentation et des outils de documentation utilisés. Le plus simple est souvent de déplacer le robot uniquement en détail dans une annexe (ou quelque chose de similaire, comme une boîte qui s'effondre). Cela signifie que la personne qui programme le robot pourra faire glisser les détails si nécessaire, mais le « bruit visuel » pour les humains sera réduit.


D'après mon expérience, je n'ai jamais vu plus que "pipette 100 μl" ou tout au plus "attention liquide visqueux". De plus, on m'a seulement appris à pipeter de manière générale et jamais à le faire avec des liquides spéciaux, à l'exception du conseil "couper la pointe", donc avant la réponse de Noah, je n'avais jamais entendu parler de pipetage inversé ou d'utilisation d'une multivette pour pipeter avec précision le glycérol par exemple comme décrit sur le site eppendorf. Cependant, lors du pipetage du glycérol par exemple, je pouvais dire que je devais le pipeter lentement et je pouvais vérifier visuellement que j'avais (à peu près) le bon volume en utilisant les marques sur la pointe. Donc par rapport à un robot, je peux utiliser mes yeux pour ajuster et c'est assez bien dans mon cas particulier et avec un seul tube ce n'est pas optimal et cela peut ne pas être vrai avec une pipette multicanaux donc avoir de bonnes et meilleures habitudes de pipetage serait mieux pour reproductibilité.

Maintenant, si je peux voir le conseil "couper la pointe" et l'instruction autonome "pipette 100 l" fonctionner dans une certaine mesure, le protocole de qualité "commerciale" aurait probablement l'instruction écrite comme "à l'aide d'une multivette (ou en utilisant la technique de pipetage inversé) pipette 100 l".

Une autre chose à considérer est la définition de protocole qui si l'on prend la définition de wikipedia n'est pas juste une succession d'étapes à effectuer :

En plus des procédures détaillées, de l'équipement et des instruments, les protocoles contiendront également les objectifs de l'étude, le raisonnement pour la conception expérimentale, le raisonnement pour les tailles d'échantillon choisies, les précautions de sécurité et la manière dont les résultats ont été calculés et rapportés, y compris l'analyse statistique et toutes les règles de prédéfinition et de documentation. exclure les données pour éviter les biais.

Ce que nous considérons généralement comme un protocole est le "protocole rapide" avec uniquement les étapes à effectuer où vous êtes plus susceptible de trouver l'instruction de type "pipette 100 l". Mais si vous considérez le protocole plus détaillé, vous trouverez plus d'informations. Je n'ai pas d'exemple pour la manipulation des liquides, mais si vous considérez le protocole qiagen miniprep, selon que vous prenez la version rapide ou la version complète, vous ne ferez peut-être pas la même chose. Prenons l'étape 2 comme exemple :

  • protocole rapide :

Ajouter 250 l de tampon P2 et bien mélanger en retournant le tube 4 à 6 fois jusqu'à ce que la solution devienne limpide. Ne pas laisser la réaction de lyse se dérouler pendant plus de 5 min. Si vous utilisez le réactif LyseBlue, la solution deviendra bleue.

  • manuel :

Ajouter 250 l de tampon P2 et bien mélanger en retournant le tube 4 à 6 fois. Mélanger doucement en inversant le tube. Ne pas vortexer, car cela entraînerait un cisaillement de l'ADN génomique et une contamination du plasmide. Continuez à retourner le tube jusqu'à ce que la solution devienne visqueuse et légèrement limpide. Ne pas laisser la réaction de lyse se dérouler pendant plus de 5 min.

Si LyseBlue a été ajouté au tampon P1, la suspension cellulaire deviendra bleue après l'ajout de tampon P2. Le mélange doit donner une suspension de couleur homogène. Si la suspension contient des régions incolores localisées, ou si des amas cellulaires brunâtres sont encore visibles, continuer à mélanger la solution jusqu'à l'obtention d'une suspension de couleur homogène.

Si l'on ne considère ici que la partie mix, « doucement » est le mot clé. Si vous n'avez reçu que le protocole rapide et que vous êtes un utilisateur inexpérimenté, même en inversant trop fortement, vous pouvez finir par cisailler l'ADN génomique et ainsi contaminer votre échantillon, ce qui peut avoir un impact sur votre application en aval.

Donc l'essentiel est que "pipette 100 l" peut suffire pour les utilisateurs expérimentés et/ou certaines applications sur un protocole rapide mais vous pouvez également vouloir avoir l'instruction "pipette 100 l à l'aide d'une multivette (ou en utilisant la technique de pipetage inversé) " sur un protocole plus détaillé pour les utilisateurs inexpérimentés ou à des fins de dépannage.


Top 5 des erreurs de pipetage

Les pipettes ne sont pas seulement des guidons sophistiqués pour vos pointes, elles sont essentielles pour mesurer et distribuer avec précision les liquides. Ces « outils de votre métier » standard vous permettent de répéter avec précision des expériences, de valider les résultats, de faire des comparaisons importantes entre les projets et, éventuellement, de publier cet article exceptionnel.

Mais il y a quelques pièges de pipette. Et ils ne piègent pas que les débutants ! Même les experts du laboratoire doivent de temps en temps revenir sur leurs pas pour éviter l'introduction d'erreurs volumétriques dues à des techniques de pipetage médiocres ou incohérentes.

Vous voulez éviter ces gouffres expérimentaux ? Voici les 5 principales erreurs de pipetage à surveiller dans votre prochain projet :


Résumé

Notre compréhension des systèmes vivants complexes est limitée par notre capacité à réaliser des expériences à haut débit. Alors que les systèmes robotiques ont automatisé de nombreux protocoles traditionnels de pipetage manuel, les limitations logicielles ont empêché des manœuvres plus avancées nécessaires pour manipuler, maintenir et surveiller des centaines d'expériences en parallèle. Ici, nous présentons Pyhamilton, une plate-forme Python open source qui peut exécuter des modèles de pipetage complexes requis pour des expériences personnalisées à haut débit telles que la simulation de la dynamique de la métapopulation. Avec un lecteur de plaques intégré, nous maintenons près de 500 cultures bactériennes surveillées à distance en croissance en phase logarithmique pendant des jours sans intervention de l'utilisateur en prenant des mesures de densité régulières pour ajuster la méthode robotique en temps réel. En utilisant ces capacités, nous optimisons systématiquement la production de protéines de bioréacteur en surveillant l'expression des protéines fluorescentes et les taux de croissance d'une centaine de conditions de culture continue différentes en triple pour échantillonner de manière exhaustive le paysage de fitness du carbone, de l'azote et du phosphore. Nos résultats démontrent qu'un logiciel flexible peut permettre au matériel existant de permettre de nouveaux types et échelles d'expériences, en renforçant des domaines allant de la bioproduction à la biologie fondamentale.


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コーニングバイオプロセス多層型培養システムCellSTACK、HYPERStack容器の導入事例紹介
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CM20
CM20は、インキュベーター内で培養中の細胞数や密度を自動で計測します。培養従事者がクリーンルームに入ることなく培養状況を確認でき、これまで計測に費やしていた時間やコストが大幅??

NOUVELLES DU MAT などのお知らせメールの配信を??
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De l'asthme à la MPOC, les modèles ALI ont joué un rôle essentiel dans la recherche sur les maladies respiratoires. Avec la récente épidémie et la gravité du virus SARS-CoV-2, cette technologie devient encore plus critique dans la course pour comprendre et traiter la maladie.

Avec la popularité croissante de ces modèles plus complexes, rejoignez cette session Teach Me in 10 pour entendre Roxana Ghadessy, responsable numérique de Corning Life Sciences et Shabana Islam, responsable de la ligne de produits Corning Life Sciences, nous parler de la modélisation des maladies à l'aide des outils et systèmes ALI.

Bien qu'elles soient souvent considérées comme allant de soi, les techniques appropriées de pipetage et de manipulation de la pipette sont toutes deux très importantes lors de la réalisation de mesures de manipulation de liquides. L'utilisation d'une technique appropriée est impérative pour éviter la contamination croisée qui peut ruiner l'échantillon et affecter l'ensemble du processus de recherche. En participant à ce webinaire, vous découvrirez :

- Bonnes pratiques de pipetage : 2:41 - 5:54
- Techniques de pipetage appropriées : 5:55 - 23:14
- Eviter la contamination : 23h15 - 29h24
- Plats à emporter clés : 29h25 - 30h12
- Questions et réponses : 30:13 - 36:16

Ce webinaire fait partie de la série de webinaires Bioprocess. Consultez les autres webinaires de cette série sur notre page de webinaires - Tendances et outils avancés pour la thérapie par cellules immunitaires et Tendances et outils avancés pour la thérapie par cellules souches.

Autrefois considérée comme conceptuelle, la thérapie génique est maintenant devenue une réalité, et à mesure que cette thérapie devient plus largement adoptée, le besoin de plus grandes tailles de lots entrera finalement en conflit avec la quantité d'espace disponible dans les salles blanches. S'appuyant sur une longue et experte en culture cellulaire, Corning propose des plateformes de fabrication de vecteurs viraux qui s'intègrent facilement dans des configurations de production modulaires, telles que les vaisseaux Corning® HYPERStack® et CellSTACK®, qui permettent de produire des vecteurs viraux à grande échelle . Ce séminaire vous présentera les nouveaux outils et solutions que Corning a développés pour ce domaine, ainsi que les applications liées à la production de vecteurs viraux.

Biographie du présentateur :
Après avoir obtenu son diplôme de biochimie à l'Université de Santiago (Chili), Constanza a poursuivi une carrière dans l'industrie chilienne de la santé animale, se développant en tant que scientifique en bioprocédés pour la production de vaccins en charge de la mise à l'échelle et du transfert de technologie. Elle a poursuivi sa carrière en Belgique, dans le domaine de la production d'anticorps dans des lignées cellulaires en suspension. Constanza est actuellement Field Application Scientist pour la région EMEA, fournissant aux clients un support technique approfondi, présentant des séminaires et des formations, et aidant les clients dans la configuration expérimentale et le dépannage.

Ce webinaire fait partie de la série de webinaires Bioprocess. Consultez les autres webinaires de cette série sur notre page de webinaires - Tendances et outils avancés pour la thérapie cellulaire immunitaire et Tendances et outils avancés pour la thérapie génique.

La science de la culture de cellules souches a progressé rapidement depuis ses débuts dans les années 1980, tout comme la technologie qui sous-tend cette recherche. Des substrats sans alimentation aux milieux définis, en passant par les systèmes d'expansion cellulaire évolutifs, les progrès continus de la culture de cellules souches ont inspiré Corning à développer de nouveaux outils innovants pour soutenir ce travail révolutionnaire et aider à surmonter les défis qui ont limité l'adoption généralisée à ce jour. Ce webinaire couvrira les nouveaux outils et solutions de Corning qui permettent l'avancement de ce domaine de recherche avec des navires, des surfaces et des médias spécialisés pour continuer à repousser les limites du possible.

Biographie du présentateur :
Après avoir obtenu son diplôme de biochimie à l'Université de Santiago (Chili), Constanza a poursuivi une carrière dans l'industrie chilienne de la santé animale, se développant en tant que scientifique en bioprocédés pour la production de vaccins en charge de la mise à l'échelle et du transfert de technologie. Elle a poursuivi sa carrière en Belgique, dans le domaine de la production d'anticorps dans des lignées cellulaires en suspension. Constanza est actuellement Field Application Scientist pour la région EMEA, fournissant aux clients un support technique approfondi, présentant des séminaires et des formations, et aidant les clients dans la configuration expérimentale et le dépannage.

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Avec des avancées clés dans les immunothérapies anticancéreuses, le besoin de technologies de fabrication de cellules T autologues qui passent de la production préclinique à la production commerciale de manière rentable devient critique. S'appuyant sur sa longue et experte expérience en culture cellulaire, Corning dirige le développement de plateformes d'expansion de cellules cliniques conçues pour réduire le temps de fabrication et les coûts de production. Ce webinaire vous présentera les nouveaux outils et solutions que Corning a développés pour le domaine de la thérapie cellulaire immunitaire, ainsi que les applications liées aux thérapies CAR-T.

Biographie du présentateur :
Après avoir obtenu son diplôme de biochimie à l'Université de Santiago (Chili), Constanza a poursuivi une carrière dans l'industrie chilienne de la santé animale, se développant en tant que scientifique en bioprocédés pour la production de vaccins en charge de la mise à l'échelle et du transfert de technologie. Elle a poursuivi sa carrière en Belgique, dans le domaine de la production d'anticorps dans des lignées cellulaires en suspension. Constanza est actuellement Field Application Scientist pour la région EMEA, fournissant aux clients un support technique approfondi, présentant des séminaires et des formations, et aidant les clients dans la configuration expérimentale et le dépannage.

Les organoïdes changent radicalement la recherche fondamentale et la médecine. Ces collections de cellules en 3D, semblables à des organes, créent des approches innovantes pour le développement de médicaments. Mais comment commencer ? C'est le sujet de notre prochaine Master Class sur les organoïdes. Notre expert interne en organoïdes vous présentera la technologie des organoïdes, explorera les applications des organoïdes et révélera des trucs et astuces de culture qui vous mettront sur la voie de la maîtrise des organoïdes.

À propos du présentateur :
Hilary Sherman est scientifique principale au Corning Life Sciences Applications Lab situé à Kennebunk, ME. Hilary travaille avec Corning Incorporated depuis 2005 et a travaillé avec une grande variété de types de cellules, notamment des cellules de mammifères, d'insectes, primaires, souches et organoïdes dans une vaste gamme d'applications. Ses rôles clés chez Corning consistent à créer des documents techniques tels que des protocoles et des livres blancs, ainsi qu'à fournir une assistance technique et une formation à la fois à la force de vente de Corning et aux clients. Hilary a reçu son B.S. diplôme en biologie de l'Université du New Hampshire. Au cours des dernières années, Hilary s'est concentrée sur les applications de culture cellulaire 3D, y compris la culture organoïde humaine

La formation de neurosphères de cellules souches neurales humaines (hNSCs) est un système de culture in vitro largement utilisé pour étudier la neurogenèse, le développement neural, la neurotoxicité et les modèles de maladies neurodégénératives. Ce système permet une expansion tridimensionnelle (3D) des hNSC dans un microenvironnement plus pertinent sur le plan physiologique. Disposer d'une méthode de culture et d'analyse de neurosphères reproductible et facile à utiliser pour comprendre la dynamique des hNSC permet grandement leur utilisation pour la découverte de médicaments et les applications de thérapie cellulaire. Dans ce webinaire, découvrez comment les microplaques sphéroïdes Corning® constituent un outil idéal pour étudier la formation, la prolifération, la différenciation, la migration et la neurotoxicité des neurosphères des hNSC, dans un format facile à utiliser se prêtant à un criblage à haut débit.

Biographie du présentateur
Roxana Ghadessy est responsable marketing technique pour Corning Life Sciences, basée à Singapour. Dans ce rôle, elle est responsable des activités de sensibilisation et d'éducation aux produits pour mettre en évidence les solutions de flux de travail de Corning dans les domaines de la culture cellulaire, de la découverte de médicaments et d'autres applications différenciées. Roxana a occupé des postes précédents dans les ventes et la gestion des produits chez Corning, BD Biosciences et Tocris. Elle a obtenu son doctorat. diplôme en pharmacologie de l'Université de Bristol.

D'innombrables percées médicales au cours du siècle dernier ont commencé avec des modèles de culture cellulaire bidimensionnels (2D). Cependant, les limites de la culture 2D sont immédiatement évidentes : les cellules, les tissus et les organes existent en trois dimensions, pas en deux, et les tissus sont presque toujours constitués de plus d'un type cellulaire. En offrant une plus grande pertinence physiologique, les cultures 3D réduisent le pont entre les essais in vitro et sur des animaux vivants ou humains. Récemment, des progrès dans le développement de modèles de culture de cellules cérébrales en 3D récapitulent divers aspects de la physiologie du cerveau humain in vitro, utilisés pour reproduire divers processus pathologiques. Ce webinaire couvrira les bases des modèles 3D appliqués aux neurosciences, y compris les modèles pour la génération de la neurosphère et de la barrière hémato-encéphalique.

Biographie du présentateur
Après avoir obtenu son diplôme de biochimie à l'Université de Santiago (Chili), Constanza a poursuivi directement une carrière dans l'industrie chilienne de recherche et développement de vaccins, se développant en tant que scientifique en bioprocédés pour les vaccins bactériens et viraux dans le domaine de la santé animale, étant en charge de la mise à l'échelle , et transfert de technologie avec les usines de fabrication. Elle a poursuivi sa carrière en Belgique en tant que scientifique en bioprocédés, cette fois dans le domaine de la production de protéines recombinantes, en poursuivant des expériences d'optimisation de protocole et de mise à l'échelle avec des lignées cellulaires de mammifères en suspension. Constanza est actuellement scientifique en applications sur le terrain à Corning pour la région EMEA, fournissant aux clients un support technique approfondi, présentant des séminaires et des formations, et aidant les clients dans la configuration expérimentale et le dépannage.

Présentation : 00:00 – 2:28
Exigences pour la culture de cellules adhérentes : 2:29 - 3:43
Technologie HYPER - Spécifications et analyse des performances : 3:44 - 12:31
Applications et flux de travail : 12h32 – 22h56
Solutions complémentaires – Systèmes à usage unique, solutions personnalisées et manipulateur : 22:57 – 32:54
Séance de questions-réponses : 33:27 - 44:12

Le processus de mise à l'échelle pour la production de vecteurs viraux recombinants présente des défis techniques, notamment l'optimisation de la production cellulaire dans les limites de l'espace de l'installation et du temps de l'opérateur. Utilisant un film ultra-mince perméable aux gaz, le récipient Corning® HYPERStack® est capable de fournir jusqu'à 10 fois la surface de croissance d'un récipient de culture cellulaire traditionnel d'une empreinte comparable. Cela fournit un récipient de culture cellulaire efficace et évolutif pour les processus de culture cellulaire adhérents communs aux applications de thérapie génique et cellulaire. Ce webinaire présentera aux téléspectateurs la plate-forme technologique Corning High Yield PERformance, en portant une attention particulière aux sujets suivants :
•Introduction aux applications techniques du navire HYPERStack dans les domaines de la thérapie cellulaire et génique et de la production de particules virales
• Contexte technologique HYPER - cellules et exigences de culture
• Les avantages d'une conception de système fermé idéale pour la production de cellules, de protéines thérapeutiques, de vaccins et de vecteurs viraux, y compris ceux ciblant le coronavirus et le COVID-19


Présentateur:
Le Dr Catherine Siler est titulaire d'un doctorat de l'Université Johns Hopkins. en Biologie. Le Dr Siler a également plusieurs années d'expérience en tant que spécialiste des ventes de bioprocédés chez Corning, se concentrant sur les solutions de médias personnalisés et de systèmes fermés. Actuellement, le Dr Siler fait partie de l'équipe des applications sur le terrain, couvrant le corridor nord-est et aidant les clients avec les techniques de culture cellulaire 3D, les processus de thérapie cellulaire et génique et les applications générales de biotraitement.

Pour ce webinaire précédemment enregistré, nous nous sommes associés à Molecular Devices et Visikol pour montrer comment l'intégration de nouvelles techniques de culture cellulaire 3D, de nettoyage des tissus et d'imagerie à haut contenu peut mieux identifier des solutions thérapeutiques à la NASH/NAFLD.

Apprendre à:
• Augmenter la sensibilité et la viabilité du test en utilisant des hépatocytes humains primaires (PHH) pré-qualifiés pour la formation de sphéroïdes
• Appliquer des techniques d'épuration des tissus pour caractériser entièrement les modèles de culture cellulaire 3D en un seul flux de travail
• Utiliser des objectifs à immersion dans l'eau et une acquisition ciblée avec imagerie confocale pour caractériser entièrement les modèles de fibrose 3D à haut débit
• Effectuer une analyse volumétrique 3D et d'autres analyses personnalisées pour une extraction et une quantification de caractéristiques uniques


Travaux pratiques pour l'apprentissage

Notes sur le maintien des cultures mères et la préparation de cultures en croissance active à l'usage des élèves.

Cultures mères

Au lieu de racheter chaque fois que nécessaire, il peut être pratique de maintenir un stock d'une culture pure. La plupart de ceux recommandés sont relativement faciles à entretenir sur le milieu de croissance approprié, mais l'entretien des cultures mères doit être bien organisé avec une attention aux détails.

Timbre dateur nouvelles cultures à l'arrivée du fournisseur.

Les cultures sur plaques à stries ne conviennent pas comme cultures mères. Les cultures de bactéries et de champignons sont normalement conservées dans des flacons Universal/Mccartney ou (pour une courte période) dans des tubes à essai dans lesquels le la gélose a été laissée sur une pente. Distribuer la gélose normalement (5 ml suffisent dans une bouteille universelle) et, après autoclavage, caler la bouteille (ou le tube) en biais, par exemple sur les bords d'un tas de paillassons, jusqu'à ce que la gélose ait ensemble. Assurez-vous que la gélose en pente n'atteint pas tout à fait le goulot de la bouteille (ou du tube). Les bouchons doivent rester lâches jusqu'à ce que la pente de gélose se soit solidifiée. Si de nombreuses pentes doivent être préparées, il peut être intéressant de créer une construction en d-i-y pour maintenir les conteneurs au bon angle.

Cultures de pente dans des bouteilles avec des bouchons à vis (plutôt que des bouchons en coton ou des couvercles en plastique) sont préférés car le capuchon réduit l'évaporation et la déshydratation et les capuchons ne peuvent pas être accidentellement renversés. Les cultures en pente sont également préférées aux cultures en bouillon (milieu liquide) car le premier signe de contamination est plus facilement remarqué sur une surface de gélose.

Préparer deux cultures mères a stock « permanent » qui n'est ouvert qu'une seule fois (pour préparer les deux cultures mères suivantes) et un stock « de travail » pour prendre des sous-cultures en classe. Si une culture particulière est beaucoup utilisée sur une courte période, il est beaucoup plus pratique de préparer plusieurs sous-cultures de travail à la fois.

Incuber à une température appropriée jusqu'à ce qu'il y ait une bonne croissance. Pour cultiver des aérobies stricts, il peut être nécessaire de desserrer légèrement le capuchon pour l'incubation (mais le fermer solidement avant le stockage) s'il n'y a pas suffisamment d'air dans l'espace libre. Si vous ne savez pas si la souche est aérobie stricte ou non, laissez le capuchon desserré jusqu'à ce que la culture soit établie.

Dès que la croissance est suffisante et que les bouchons sont bien vissés, les cultures peuvent être stocké dans un réfrigérateur (où les denrées alimentaires humaines ne sont jamais conservées), mais ils resteront viables soit dans une armoire soit dans un tiroir à température ambiante. Un endroit sombre à une température de 10-15 °C est idéal.

Être préparé à transférer la plupart des cultures quatre fois par an pour maintenir la viabilité. Étiquetez clairement chaque culture en indiquant la date de transfert. Ne détruisez pas les anciennes cultures tant que les nouvelles sous-cultures ne se sont pas établies. Certaines bactéries ont besoin de repiquages ​​plus fréquents pour maintenir leur viabilité (par exemple Lactobacilles sp).

Vérification de la pureté des cultures

Il est judicieux de vérifier la pureté en cas de suspicion de contamination du stock de travail et du stock permanent lors de la préparation de nouvelles cultures de stock. La preuve de la pureté est donnée par l'uniformité de la forme de la colonie sur une plaque à stries de dilution, la forme cellulaire sur les lames de microscope colorées et la cohérence avec l'apparence de la culture d'origine.

Si une culture est contaminée, retournez au stock de travail ou aux cultures de stock permanentes, ou achetez des fournitures fraîches.

Préparation des cultures à utiliser dans les enquêtes

Les cultures microbiennes ne peuvent pas être retirées d'une étagère et sont immédiatement prêtes à l'emploi. Il est nécessaire de commencer à préparer les cultures bien à l'avance sinon le résultat pourrait ne pas être comme prévu. La clé est de transférer plusieurs fois les cultures à l'avance pour s'assurer qu'elles se développent bien et sont présentées comme des cultures jeunes et pleinement actives le jour du cours pratique.

Pour transférer des cultures, grattez une petite quantité de bactéries ou de cellules de levure de la pente de gélose d'une culture à l'aide d'une boucle stérile. Essuyez la boucle sur une pente de gélose fraîche pour ensemencer une nouvelle culture directement ou, de préférence, secouez la boucle dans un petit volume de bouillon nutritif stérile. Après avoir laissé aux cellules transférées le temps de se multiplier jusqu'à ce que le bouillon devienne trouble (1 à 2 jours, ou plus avec des organismes à croissance plus lente ou de grands volumes de bouillon), les microbes sont prêts à être utilisés pour des investigations ou pour préparer de nouvelles cultures de pente d'agar. .

La progression de la croissance peut être suivie par une observation à l'œil nu, en recherchant une croissance sur une surface de gélose ou une turbidité dans un bouillon de culture. Il est habituel de faire pousser des moisissures à la surface d'un milieu gélosé, permettant une période d'incubation de plusieurs jours à une semaine.

Utilisez une anse stérile, une seringue ou une pipette Pasteur pour transférer les bactéries ou les cellules de levure du bouillon.

Les principaux points à observer sont :

  • use of an adequate amount of inoculum
  • an appropriate culture medium
  • an appropriate incubation temperature
  • adequate aeration for a strictly-aerobic organism in a single large volume (more than 20 cm 3 ) of liquid culture.

Suggestions and tips

1 It will save time preparing large numbers of cultures of bacteria and yeast for a class if the inoculum is taken by Pasteur pipette from a well-growing, turbid broth culture. A line of growth on a slope culture inoculated by a wire loop is easy for students to observe – but you can achieve almost the same effect with a pipette. With a broth (rather than a slope) the risk of spills is greater, so slopes are preferred with younger or inexperienced students.

2 Regular practice of aseptic technique is necessary to ensure that the manipulations involved in culture transfer and handling sterile solutions become second nature.

3 The choice of loop or pipette for transfers between test tubes and screw cap bottles depends on whether they contain agar slopes, liquid media or sterile solutions.

4 To inoculate a tube or bottle from a separate colony on a plate, a wire loop is usually satisfactory. A straight wire is sometimes needed for small colonies (for example in pure cultures of Streptocoque et Lactobacilles) or on plates used to isolate cultures from natural samples.

Health & Safety and Technical notes

Carry out a full risk assessment before planning any work in microbiology (see note 1 for more details).

1 Before embarking on any practical microbiological investigation carry out a full risk assessment. For detailed safety information on the use of microorganisms in schools and colleges, refer to Basic Practical Microbiology – A Manual (BPM) which is available, free, from the Society for General Microbiology (email This email address is being protected from spambots. You need JavaScript enabled to view it. ) or go to the safety area of the SGM website (www.microbiologyonline.org.uk/safety.html) or refer to the CLEAPSS Laboratory Handbook, section 15.2 and 15.12.

Web links

www.microbiologyonline.org.uk/sgmprac.htm
Society for General Microbiology – source of Basic Practical Microbiology, an excellent manual of laboratory techniques and Practical Microbiology for Secondary Schools, a selection of tried and tested practicals using microorganisms.

www.microbiologyonline.org.uk
MiSAC (Microbiology in Schools Advisory Committee) is supported by the Society for General Microbiology (see above) and their websites include more safety information and a link to ask for advice by email.

(Websites accessed October 2011)

© 2019, Royal Society of Biology, 1 Naoroji Street, London WC1X 0GB Registered Charity No. 277981, Incorporated by Royal Charter


Liquid Density Science Lesson

Dive! Dive! Dive!

The study of density is very important if you sail the high seas! A ship is built to float because its average density is less than the density of water.

(Even though it is made out of very dense materials, like steel, most of its volume is actually filled with air, because ships are hollow on the inside. This lowers the average density.)

But what about submarines? They can float ou sink, and they can remain steady at any depth they want! Have you ever wondered how they do that?

Submarines are built with special tanks called ballast tanks. When the submarine is on the surface, these tanks are filled with air, which makes the average density of the sub less than the density of water.

If the submarine needs to dive, the sailors flood the tanks with water from the ocean. Since water is much denser than air, this increases the average density of the submarine. As soon as the sub's density is more than the water's, the sub will sink.

So what prevents the submarine from diving all the way down to the ocean floor? When the sub reaches the correct depth, its density is adjusted by changing the amount of air or water in secondary tanks called trim tanks. When these tanks have the right balance of air and water, the submarine's average density equals that of the surrounding water, so it will neither float nor sink.

Try it out with a plastic drink bottle in the sink or bathtub. If the bottle is empty (filled with air), it will float on the surface. If you fill the bottle with water, its density will increase and it will sink. Can you figure out how much water should be in the bottle to make your "submarine" stay at a steady depth in the water?

The Navy has to keep track of the salinity of seawater (how much salt is in it) because salt makes water more dense. Changing water density could cause a submarine to rise or fall unexpectedly.

Try putting your bottle submarine in a sink full of salt water. Do you need to add more fresh water to the bottle to make it stay at a steady depth than you did when the sink had fresh water in it? This test helps you see the higher density of seawater, but a real sub doesn't have to add fresh water to the ballast tanks - it just fills up with the higher density salt water.


Kit Contents

  • Setup Beads 1: FITC Beads (1 ml)
  • Setup Beads 2: PE Beads (1 ml)
  • Setup Beads 3: Raw Beads (2 ml)
  • Capture Beads
  • Detection Antibody (3.5 ml)
  • Standard Cocktail, Lyophilized (1 vial)
  • SA-PE (3.5 ml)
  • Matrix B1, Lyophilized (1 vial)
  • Assay Buffer (25 ml)
  • Wash Buffer, 20X (25 ml)
  • V-bottom Plate (1 plate)
  • Plate Sealers (4 sheets)

Connecticut High School Science Safety

A. Animal Care:

The use of animals in the science classroom can be a very rewarding educational experience. With animals comes humane care and appropriate animal husbandry practices. Abuse, mistreatment and neglect of animals are unacceptable. The following safety precautions should be addressed when dealing with animals in the laboratory:

  1. Provide adequately sized cages.
  2. Make sure cages are cleaned on a regular schedule.
  3. Cages should be locked and in an environmentally comfortable location.
  4. Check with the nurse for student allergies and make accommodations as needed.
  5. Use gloves when handling vertebrates.
  6. Always wash hands with soap and water after handling animals in the laboratory.
  7. Immediately report and have medical examination of animal bites.
  8. Should an animal die unexpectedly, a veterinarian should be contacted to evaluate the animal.
  9. Never have poisonous animals in the laboratory.
  10. Only secure animals from reputable suppliers.
  11. Dispose of animal waste and cage materials in a hygienic manner.

B. Biotechnology:

Biotechnology is an exciting relatively new area for course work in high schools. The following procedures for working with biotechnology foster a safer learning experience:

  1. DNA and microbes should be handled as if they can cause infections.
  2. Handwashing hygiene is required before and after laboratory work by washing with antibacterial soap and water.
  3. Gloves, chemical splash goggles and aprons are required.
  4. Keep fingers away from eyes, nose and mouth.
  5. Decontaminate work surfaces before and after laboratory activities and accidental spills.
  6. Use only mechanical pipetting. Never use mouth pipetting techniques.
  7. Decontaminate all labware such as glassware that was used in laboratory work by soaking in a 10 percent bleach solution for several hours.
  8. Prior to disposal of biologicals, destroy all experimental microorganisms.

C. Bloodborne Pathogens:

Bloodborne pathogens are bacteria, viruses and parasites found in human blood and other body fluids (Other Potentially Infectious Materials, or OPIMs). They can infect and cause disease in humans. The two pathogens recently receiving the greatest attention are the hepatitis B virus (HBV) and human immunodeficiency virus (HIV). Other pathogens that can also be of concern are herpes, meningitis, tuberculosis, Epstein-Barr virus, Lyme disease, malaria and syphilis, to name a few.

Bloodborne pathogens can be transferred by four different ways — direct, indirect, airborne and vector-borne. Direct and indirect are the biggest threat:

Direct — by touching body fluids from an infected person. This includes contact with lesions, open wounds or sores on the skin. Skin lining of the mouth, nose or throat, and eye contact/invasion, are additional avenues.

Indirect — by touching objects that have touched the blood or another body fluid of an infected person.

Allowing students to do blood work is not a prudent laboratory practice, given the risks involved. The Centers for Disease Control, OSHA and other regulatory agencies have clear prudent practices for this purpose.

Based on the means of transmission, life-threatening implications and an individual's right to confidentiality, the potential for bloodborne pathogen infection raises several issues for science teachers in laboratory situations. Although OSHA protects employees and not students, students involved in blood work create an unsafe working environment for employees. The OSHA Bloodborne Pathogen Standard states (29 CFR 1910.1030(d)(1): "Universal precautions shall be observed to prevent contact with blood or other potentially infectious materials." Teachers as employees can just as easily be exposed to bloodborne pathogens from students as they can from other employees. Bloodborne pathogens don't discriminate!

OSHA's Bloodborne Pathogens Standard addresses the blood hazards in the workplace. This standard covers all employees who can "reasonably be anticipated" to have contact with blood and other potentially infectious materials. Science teachers certainly fall under this category and are therefore covered under the bloodborne pathogens standard.

Science teachers, supervisors and their employers need to secure safe alternatives to laboratory activities such as human blood typing, cheek cell sampling and urinalysis.

D. Dissections:

Should plant or animal dissections be used in a class for a laboratory or demonstration, the following safety precautions should be observed:

  1. Share the MSDS information with students on the preservative prior to doing any dissection activity.
  2. Contact the school nurse to determine if any students have allergies relative to specimen preparation chemicals.
  3. Always used chemical splash goggles, gloves and aprons when doing dissection work.
  4. Review emergency eye-wash procedures for chemical exposure prior to doing dissection work.
  5. Always have the specimen completely rinsed prior to dissection to avoid contact with preservative chemicals.
  6. Mount specimens on a dissecting pan in lieu of holding the specimen.
  7. Use sharps such as dissection scalpels and blades with caution.
  8. Cut away from the body — never toward the body.
  9. Never remove any dissected parts from the laboratory.
  10. Discard dissected parts in appropriate and labeled waste containers.
  11. Always wash hands with soap and water after completing the dissection and cleanup.

E. Electrophoresis:

Electrophoresis is a great opportunity for the laboratory study of DNA sequencing and more. However, electrophoresis units tend to operate at relatively high voltages. The following general safety procedures need to be addressed in dealing with this technology:

  1. Avoid physical contact to unintentional grounding points and conductors like metal, water sources and jewelry.
  2. Work should be located on nonconducting benches and floors. Rubber mats can serve as an insulating surface.
  3. Use only ground-fault circuit interrupt (GFCI) protected electrical receptacles for power.
  4. Locate the equipment in places where wires will not cause a trip and fall hazard.
  5. Prior to use of equipment, inspect and correct items such as cracks, leaks and frayed wires.
  6. Use caution making any physical contact with the apparatus. A thin layer of moisture acts as an electrical conductor.
  7. Some electrophoresis devices have cooling components or apparatus. Do not contact any cooling apparatus with a gel as the tubing can be a current conductor. Always directly supervise the use of the equipment.
  8. Exercise caution in working with power supplies that produce high voltage surges when first energized. Should the electrophoresis buffer spill or leak, stop the operation and clean up the spill immediately.
  9. Use and post appropriate "Danger – High Voltage" warning signage on power supply and buffer tanks.
  10. Upon completion of work, always wait 15 seconds for capacitor discharge after shutting off the power supply before making any disconnections or connections.

F. Field Activities:

Field experiences in biology classes help provide applications to classroom curriculum studies. In preparing for a field experience, the following safety preparations and precautions should be taken:

  1. In planning for field work, review board of education field trip policies.
  2. Secure information from parents and the school nurse relative to student medical needs, allergies and contact information.
  3. Written permission to obtain help for special needs should also be secured in advance.
  4. If laboratory chemicals are used during the field work, MSDS sheets are required on the trip.
  5. Communications are essential during field work. Bring a cell phone or two way long range radio to keep in touch with the school.
  6. West Nile virus, Lyme disease and other insect-borne diseases are real threats. Use appropriate dress (long sleeve shirts, pants, closed-toe shoes or sneakers) and repellents for insects. Make sure that you've informed parents in advance about the use of repellents, so that potential allergies can be avoided.
  7. Have a behavior contract that everyone understands, with consequences that everyone will support.
  8. Use chemical splash goggles and gloves when working in the field with river, pond or lake water, water testing chemicals and any other materials/activities that may prove hazardous to the eyes.
  9. Use good sun sense by having students and teacher wear long sleeves, long pants, large-brimmed hats, sunglasses and sunscreen (SPF 30 minimum).

G. Heat Sources:

Autoclaves can be dangerous given high pressures and temperatures. Apply the following safety precautions when using autoclaves:

  1. Inspect the autoclave door and gaskets to make sure they are firmly locked in place.
  2. Post signage on autoclave warning of "hot surfaces, keep away."
  3. Never place combustible or flammable materials near or on the autoclave.
  4. Wear heat-resistant gloves, apron and chemical splash goggles.
  5. Do not leave the autoclave unattended during operation.
  6. Shut down the autoclave should there be any indication of a leak.

Pressure cookers are less expensive than autoclaves and may be useful in simple laboratory sterilization procedures. They can be equally as dangerous as autoclaves at high pressures and temperatures. When using pressure cookers, follow these safety tips:

  1. Older pressure cookers have fewer safety features and have the potential to explode if not operating correctly. Always inspect the device to make sure clamps are securely attached, the gasket seal is in place, and the vent tube is clear.
  2. Make sure the vent tube is clear and operational.
  3. Never touch the cooker until it is cooled down.
  4. Never leave the cooker unattended during operation.

Bunsen burners can be dangerous as a heat source, given their hot flame. Use the following safety hints for a safer operation:

  1. Make sure hair is tied back.
  2. Always wear chemical splash goggles.
  3. Light the burner at arms length using an igniter or splint.
  4. Do not operate the burner with acrylic nails.
  5. Never leave the burner unattended.
  6. Do not touch the burner until it has had time to cool off.
  7. Do not operate the burner while igniting it.

Hot plates are a major heat source in biology laboratories. They are easy to operate and less dangerous than gas burners.

  1. Always inspect wiring on hot plates before use. Make sure insulation is in place and all prongs are on the plug.
  2. Plug the hot plate into a GFCI protected wall receptacle.
  3. Never touch a hot plate that has been in operation until it cools.
  4. Never tie the cord around a heated hot plate.
  5. Never leave a hot plate unattended.

Microbe study in the laboratory requires special precautions given the opportunity of pathogenic bacteria exposure.

The following safety protocols should be enforced:

  1. Personal protective equipment such as chemical splash goggles, lab coat or apron, and gloves are required during the laboratory activity.
  2. Make sure all skin scratches and cuts are covered with bandages.
  3. Before and after laboratory activities, wash the work area with disinfectant.
  4. Absolutely no food or drink is allowed in the laboratory.
  5. Keep sources of potential contamination such as pencils, hands and laboratory equipment away from body orifices such as mouth, ears and nose to prevent potential contamination.
  6. Have disinfectant tray available for the discard of contaminated equipment such as pipettes, petri dishes and more.
  7. Should there be an accidental spill of microbial organisms, immediately contain it with dry paper towels. Sterilize the paper towels and disinfect the area of the spill.
  8. Report any accidents immediately to the instructor.
  9. Only laboratory-grade cultures from a reputable scientific supplier should be used in the laboratory. No general survey collections should be cultured given the danger of pathogenic organisms. An effective alternative can be commercially prepared slides.
  10. All bacteria cultures and petri plates should be autoclaved or microwaved prior to disposal.
  11. Wash hands with antibacterial soap and water after completing the laboratory work and cleaning up.

I. Microwaves:

Microwave ovens can be used as both a heating source and decontamination device. Simple safety precautions include the following:

  1. Never operate the microwave oven when empty.
  2. Always check the door seal prior to use to make sure it does not have a breach.
  3. Persons with pacemakers should not be near the oven when operating.
  4. Never place metal objects such as aluminum foil in the oven.
  5. Do not put face near the oven door while operation.
  6. Make sure the inside surface of the microwave is clean.
  7. Post proper signage warning of microwave use.

The study of plants is both interesting and relevant to everyday life from food sources, oxygen production and energy sources. However, plants can also produce toxic substances that can put human life in harm's way. Be certain to follow the following safety plan when dealing with plants in the laboratory:

  1. Check with the school nurse for potential allergy issues for students. Make accommodations as necessary.
  2. Wear safety splash goggles, gloves and aprons when working with plants.
  3. Never have poisonous plants or plants producing allergens in the laboratory.
  4. Inform about the difference between edible and nonedible plants
  5. No plant part should be tasted without specific direction from the teacher.
  6. No parts of plants should be burned that have allergen-type oils such as poison ivy and poison oak.
  7. Wash hands with soap and water after working with plants.

The Connecticut Department of Environmental Protection has made the following statement about non-native plants in its non-native invasive plant species policy:

Many non-native plants have been introduced intentionally or accidentally, with most having no deleterious effects on agricultural lands, waterways, wetlands, or conservation areas. Some non-native plants, however, exhibit an aggressive growth habit and can out-compete and displace native species. These are referred to as invasive. Invasive plants, also called harmful or noxious weeds, are a serious problem in Connecticut and elsewhere, reducing agricultural production, impairing recreation, and causing the loss of biological diversity.

The Connecticut DEEP maintains a list of non-native invasive plant species. Before plant species are selected for use in the lab, check out the list of non-native invasive plant species before placing specimens out in the field.

K. Refrigerator:

  1. Never store food in any refrigerator or freezer used to store chemicals.
  2. Refrigerators and freezers should be cleaned out on a regular basis.
  3. Containers placed in a refrigerator or freezer should be completely sealed or capped, securely placed and labeled.
  4. Avoid capping materials with aluminum foil, corks and glass stoppers.
  5. All liquid chemicals should be stored in plastic trays.
  6. All specimens should be stored in plastic bags with labels.
  7. All items stored are to be appropriately labeled.
  8. Review inventory on refrigerator/freezer contents to ensure compatibility of the contents.
  9. Store only chemicals in amounts needed over a reasonable amount of time. Each chemical has a shelf-life and decomposition products that could be hazardous.
  10. Remember that power outages and technology failure can have an impact on stored contents. Be aware of unusual odors or vapors.
  11. Do not use glass beakers as lids for bottles.
  12. Do not stack materials too high. Petri dishes/plates should be taped together and placed in a plastic bag.
  13. Do not use graduated cylinders or volumetric flasks to store materials.
  14. Refrigerators/freezers should be periodically inspected (i.e., at least monthly).
  15. Post an up-to-date inventory on the refrigerator door.
  16. If potentially infectious material is spilled, clean immediately with a disinfectant agent such as 70 percent isopropyl alcohol. Then, wipe down the area with soap and water.
  17. The refrigerator/freezer must be properly grounded and a permanent installation (i.e., no extension cords).
  18. The refrigerator/freezer must be located away from lab exits.
  • United States FULL
  • Connecticut FULL

Organismes Génétiquement Modifiés (OGM)

The generation and use of genetically modified organisms (GMOs) should be strictly controlled and regulated. Most countries have regulatory organizations to ensure the risks posed by GMOs are minimized. For example, in the UK all institutions that carry out work using and/or generating GMOs are required by law to have a Genetic Modification Safety Committee (GMSC). Prior to any work commencing, proposals for the intended work should go through the committee and, if necessary, be approved by the Health and Safety Executive (HSE). There is a European Directive governing the regulation of GM work. It is the responsibility of the individual cell culture user and institution to ensure compliance with the regulations set by the authorities of the country in which they are operating.


Spills and Exposures

Follow normal procedure for spills of potentially infectious materials, found here.

An exposure is defined as contact with broken skin, eyes, nose, mouth, other mucous membranes, a percutaneous injury with a contaminated sharp, or contact with an infectious agent over a large area of apparently intact skin.

DO NOT DELAY!

CLEAN IT.

SKIN Exposures: Immediately remove contaminated clothing and wash the contaminated area with soap and water for 15 minutes.

EYE Exposures: Immediately flush the eye with water for at least 15 minutes at an eyewash or faucet. Remove contact lenses while flushing the eye.

GET TREATED.

  • If an injury is life-threatening or you need transport assistance, call 911.
  • Monday through Friday, 8 a.m. to 4 p.m., seek treatment at University Health Services. Ask a co-worker to call ahead (609 258 5035).
  • For exposures that occur during evening and weekend hours, contact the on-call Global Health Physician at 609-258-7971to seek advice on next steps.

REPORT IT.

  • Report all exposures to your immediate supervisor and Principal Investigator.
  • Principal Investigators are responsible for reporting exposure incidents to EHS Biosafety .

Centers for Disease Control and Prevention: Interim Laboratory Biosafety Guidelines for Handling and Processing Specimens Associated with Coronavirus Disease 2019 (COVID-19)) https://www.cdc.gov/coronavirus/2019-nCoV/lab/lab-biosafety-guidelines.html

Chang L, Zhao L, Gong H, Wang Lunan, Wang L. Severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 RNA detected in blood donations. Emerg Infect Dis. 2020 Jul [ April 16, 2020 ]. https://doi.org/10.3201/eid2607.200839

Public Health Agency of Canada: SARS-CoV-2 (Severe acute respiratory syndrome-related coronavirus 2) https://www.canada.ca/en/public-health/services/laboratory-biosafety-bio.

Wang W, Xu Y, Gao R, et al. Detection of SARS-CoV-2 in Different Types of Clinical Specimens. JAMA. Published online March 11, 2020. doi:10.1001/jama.2020.3786

World Health Organization Laboratory biosafety guidance related to coronavirus disease 2019 (COVID-19)