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Pourquoi l'insertion d'un seul nucléotide n'est-elle pas destructrice pour l'ADN ?

Pourquoi l'insertion d'un seul nucléotide n'est-elle pas destructrice pour l'ADN ?


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Pour autant que je sache, les protéines sont construites en lisant séquentiellement des triplets de nucléotides.
Mais si à un certain point un nucléotide est inséré dans la séquence, la séquence suivante de triplets est complètement différente.

Par exemple : AATACGGTACCATTA… AAT ACG GTA CCA TTA… Mais en insérant un nucléotide B à la deuxième place on obtient ABA TAC GGT ACC ATT… Ce qui est complètement différent.

Cependant, je sais par théorie qu'une seule insertion de nucléotide n'est pas dangereuse dans la plupart des cas.

Quelqu'un pourrait-il clarifier mon esprit à ce sujet?


Un seul substitution peut souvent être silencieux, ou du moins ne pas avoir d'impact significatif sur la structure et la fonction de la protéine résultante. Mais ce que vous décrivez est un changement de cadre, et c'est l'une des mutations les plus destructrices. Cela changera complètement la séquence de la protéine après cette mutation et perturbera la fonction de ces parties de la protéine.

Les insertions ou suppressions qui entraînent un décalage du cadre de lecture sont des mutations absolument destructrices.


Différence entre la mutation faux-sens et non-sens

L'ADN est constamment soumis à des changements dus à divers facteurs, y compris l'origine interne et environnementale. Les dommages et les mutations de l'ADN sont deux de ces changements qui se produisent dans l'ADN. La mutation est définie comme un changement de base dans la séquence d'ADN. Les mutations ne peuvent pas être reconnues et réparées par les enzymes. Les gènes mutés donnent lieu à différentes séquences d'acides aminés qui produisent de mauvais produits protéiques. Les mutations sont causées par l'insertion de nucléotides, la suppression de nucléotides, l'inversion de nucléotides, la duplication de nucléotides et le réarrangement de nucléotides dans l'ADN. Les mutations proviennent de la réplication de l'ADN ou de différents facteurs environnementaux tels que la lumière UV, la fumée de cigarette, les radiations, etc. Il existe différents types de mutations telles que les mutations ponctuelles, les mutations de décalage du cadre de lecture, les mutations faux-sens, les mutations silencieuses et les mutations non-sens. La mutation faux-sens est une mutation ponctuelle qui entraîne la substitution d'un acide aminé différent dans la séquence d'acides aminés en raison du changement d'un seul nucléotide dans la séquence d'ARNm. La mutation non-sens est une mutation ponctuelle qui entraîne un produit protéique tronqué, incomplet et non fonctionnel en raison de l'introduction d'un codon stop prématuré dans la séquence d'ARNm transcrite. La principale différence entre les mutations faux-sens et non-sens est que une mutation faux-sens substitue un acide aminé différent dans la séquence d'acides aminés tandis qu'une mutation non-sens introduit un codon d'arrêt dans la séquence d'ARNm.

CONTENU


Contenu

L'information contenue dans l'ADN détermine la fonction des protéines dans les cellules de tous les organismes. La transcription et la traduction permettent à cette information d'être communiquée dans la fabrication de protéines. Cependant, une erreur dans la lecture de cette communication peut entraîner une fonction incorrecte de la protéine et éventuellement provoquer une maladie même si la cellule incorpore une variété de mesures correctives.

Dogme central Modifier

En 1956, Francis Crick a décrit le flux d'informations génétiques de l'ADN vers un arrangement d'acides aminés spécifique pour la fabrication d'une protéine comme le dogme central. [1] Pour qu'une cellule fonctionne correctement, les protéines doivent être produites avec précision pour les activités structurelles et catalytiques. Une protéine mal fabriquée peut avoir des effets néfastes sur la viabilité cellulaire et, dans la plupart des cas, rendre l'organisme supérieur malsain en raison de fonctions cellulaires anormales. Pour s'assurer que le génome transmet avec succès les informations, des mécanismes de relecture tels que les exonucléases et les systèmes de réparation des mésappariements sont incorporés dans la réplication de l'ADN . [1]

Transcription et traduction Modifier

Après la réplication de l'ADN, la lecture d'une section sélectionnée d'informations génétiques est réalisée par transcription. [1] Les nucléotides contenant l'information génétique se trouvent maintenant sur une matrice messager monocaténaire appelée ARNm. L'ARNm est incorporé à une sous-unité du ribosome et interagit avec un ARNr. Les informations génétiques portées dans les codons de l'ARNm sont maintenant lues (décodées) par les anticodons de l'ARNt. Au fur et à mesure que chaque codon (triplet) est lu, les acides aminés sont réunis jusqu'à ce qu'un codon d'arrêt (UAG, UGA ou UAA) soit atteint. À ce stade, le polypeptide (protéine) a été synthétisé et est libéré. [1] Pour chaque 1000 acides aminés incorporés dans la protéine, pas plus d'un est incorrect. Cette fidélité de la reconnaissance des codons, maintenant l'importance du cadre de lecture approprié, est accomplie par un appariement de bases approprié au site du ribosome A, l'activité d'hydrolyse du GTP de EF-Tu une forme de stabilité cinétique et un mécanisme de relecture lorsque EF-Tu est libéré . [1]

Un décalage du cadre de lecture peut également se produire pendant la traduction de la prophase, produisant différentes protéines à partir de cadres de lecture ouverts qui se chevauchent, telles que les protéines rétrovirales gag-pol-env. Ceci est assez courant chez les virus et se produit également chez les bactéries et les levures (Farabaugh, 1996). La transcriptase inverse, par opposition à l'ARN polymérase II, est considérée comme une cause plus importante de l'apparition de mutations de décalage du cadre de lecture. Dans les expériences, seulement 3 à 13 % de toutes les mutations de décalage du cadre de lecture se sont produites à cause de l'ARN polymérase II. Chez les procaryotes, le taux d'erreur induisant des mutations de décalage de cadre n'est que quelque part dans la plage de 0,0001 et 0,0001. [5]

Il existe plusieurs processus biologiques qui aident à prévenir les mutations par décalage du cadre de lecture. Des mutations inverses se produisent qui changent la séquence mutée en la séquence originale de type sauvage. Une autre possibilité de correction de mutation est l'utilisation d'une mutation suppressive. Cela compense l'effet de la mutation d'origine en créant une mutation secondaire, en déplaçant la séquence pour permettre la lecture des acides aminés corrects. L'ARN guide peut également être utilisé pour insérer ou supprimer l'uridine dans l'ARNm après transcription, ce qui permet un cadre de lecture correct. [1]

Importance du codon-triplet Modifier

Un codon est un ensemble de trois nucléotides, un triplet qui code pour un certain acide aminé. Le premier codon établit le cadre de lecture, par lequel un nouveau codon commence. La séquence du squelette d'acides aminés d'une protéine est définie par des triplets contigus. [6] Les codons sont la clé de la traduction de l'information génétique pour la synthèse des protéines. Le cadre de lecture est défini lorsque la traduction de l'ARNm commence et est maintenu pendant qu'il lit un triplet au suivant. La lecture du code génétique est soumise à trois règles qui contrôlent les codons dans l'ARNm. Tout d'abord, les codons sont lus dans une direction 5' à 3'. Deuxièmement, les codons ne se chevauchent pas et le message n'a pas de lacunes. La dernière règle, comme indiqué ci-dessus, que le message est traduit dans un cadre de lecture fixe. [1]

Les mutations de décalage du cadre de lecture peuvent se produire de manière aléatoire ou être causées par un stimulus externe. La détection des mutations de décalage du cadre de lecture peut se produire via plusieurs méthodes différentes. Les décalages de cadre ne sont qu'un type de mutation qui peut conduire à des protéines incomplètes ou incorrectes, mais ils représentent un pourcentage important d'erreurs dans l'ADN.

Génétique ou environnemental Modifier

Il s'agit d'une mutation génétique au niveau des bases nucléotidiques. Pourquoi et comment se produisent les mutations de décalage du cadre de lecture sont continuellement recherchés. Une étude environnementale, en particulier la production de mutations de décalage du cadre de lecture induites par les UV par des ADN polymérases déficientes en activité exonucléase 3′ → 5′ a été réalisée. La séquence normale 5' GTC GTT TTA CAA 3' a été changée en GTC GTT T TTA CAA (MIDT) de GTC GTT C TTA CAA (MIDC) pour étudier les décalages de trame. E. coli pol I Kf et les enzymes mutantes de l'ADN polymérase T7 dépourvues d'activité exonucléase 3′ → 5′ produisent des révertants induits par les UV à une fréquence plus élevée que leurs homologues compétents en exonucléase. Les données indiquent que la perte d'activité de relecture augmente la fréquence des décalages de trame induits par les UV. [7]

Détection Modifier

Fluorescence Modifier

Les effets des bases voisines et de la structure secondaire pour détecter la fréquence des mutations de décalage du cadre de lecture ont été étudiés en profondeur à l'aide de la fluorescence. L'ADN marqué par fluorescence, au moyen d'analogues de bases, permet d'étudier les changements locaux d'une séquence d'ADN. [8] Des études sur les effets de la longueur du brin d'amorce révèlent qu'un mélange à l'équilibre de quatre conformations d'hybridation a été observé lorsque les bases de la matrice se sont bouclées en un renflement, c'est-à-dire une structure flanquée des deux côtés par un ADN duplex. En revanche, une structure à double boucle avec une conformation d'ADN non empilée inhabituelle à son bord aval a été observée lorsque les bases extrudées étaient positionnées à la jonction amorce-matrice, montrant que les désalignements peuvent être modifiés par la structure secondaire de l'ADN voisin. [9]

Séquençage Modifier

Le séquençage Sanger et le pyroséquençage sont deux méthodes qui ont été utilisées pour détecter les mutations de décalage du cadre de lecture, cependant, il est probable que les données générées ne seront pas de la plus haute qualité. Même encore, 1,96 million d'indels ont été identifiés grâce au séquençage de Sanger qui ne se chevauchent pas avec d'autres bases de données. Lorsqu'une mutation de décalage du cadre de lecture est observée, elle est comparée à la base de données sur les mutations du génome humain (HGMD) pour déterminer si la mutation a un effet dommageable. Cela se fait en examinant quatre caractéristiques. Premièrement, le rapport entre l'ADN affecté et conservé, deuxièmement l'emplacement de la mutation par rapport au transcrit, troisièmement le rapport des acides aminés conservés et affectés et enfin la distance de l'indel à la fin de l'exon. [dix]

Le séquençage massivement parallèle est une méthode plus récente qui peut être utilisée pour détecter des mutations. En utilisant cette méthode, jusqu'à 17 gigabases peuvent être séquencées à la fois, par opposition à des plages limitées pour le séquençage de Sanger de seulement environ 1 kilobase. Plusieurs technologies sont disponibles pour effectuer ce test et il est à l'étude pour être utilisé dans des applications cliniques. [11] Lors du dépistage de différents carcinomes, les méthodes actuelles ne permettent d'examiner qu'un seul gène à la fois. Le séquençage massivement parallèle peut tester une variété de mutations causant le cancer à la fois, par opposition à plusieurs tests spécifiques. [12] Une expérience pour déterminer l'exactitude de cette nouvelle méthode de séquençage a testé 21 gènes et n'a eu aucun appel faux positif pour les mutations de décalage du cadre de lecture. [13]

Diagnostic Modifier

Un brevet américain (5 958 684) en 1999 par Leeuwen, détaille les méthodes et les réactifs pour le diagnostic des maladies causées par ou associées à un gène ayant une mutation somatique donnant lieu à une mutation de décalage du cadre de lecture. Les procédés comprennent la fourniture d'un échantillon de tissu ou de fluide et la réalisation d'une analyse génétique pour une mutation par décalage du cadre de lecture ou une protéine provenant de ce type de mutation. La séquence nucléotidique du gène suspect est fournie à partir de séquences de gènes publiées ou à partir du clonage et du séquençage du gène suspect. La séquence d'acides aminés codée par le gène est alors prédite. [14]

Fréquence Modifier

Malgré les règles qui régissent le code génétique et les divers mécanismes présents dans une cellule pour assurer le transfert correct de l'information génétique pendant le processus de réplication de l'ADN ainsi que pendant la traduction, des mutations se produisent. Il existe au moins deux autres types de mutations ponctuelles reconnues, en particulier la mutation faux-sens et la mutation non-sens. [1] Une mutation frameshift peut changer radicalement la capacité de codage (information génétique) du message. [1] Les petites insertions ou délétions (celles de moins de 20 paires de bases) représentent 24 % des mutations qui se manifestent dans les maladies génétiques actuellement reconnues. [dix]

Les mutations par décalage du cadre de lecture sont plus fréquentes dans les régions répétées de l'ADN. Une raison à cela est le glissement de l'enzyme polymérase dans les régions répétées, permettant aux mutations d'entrer dans la séquence. [15] Des expériences peuvent être effectuées pour déterminer la fréquence de la mutation de décalage du cadre de lecture en ajoutant ou en supprimant un nombre prédéfini de nucléotides. Des expériences ont été menées en ajoutant quatre paires de bases, appelées expériences +4, mais une équipe de l'Université Emory a examiné la différence de fréquence de la mutation en ajoutant et en supprimant une paire de bases. Il a été montré qu'il n'y avait pas de différence de fréquence entre l'ajout et la suppression d'une paire de bases. Il y a cependant une différence dans le résultat final de la protéine. [15]

La maladie de Huntington est l'un des neuf troubles de réitération de codon causés par des mutations d'expansion de polyglutamine qui incluent l'ataxie spino-cérébelleuse (SCA) 1, 2, 6, 7 et 3, l'atrophie musculaire spinobulbaire et la dentatorubo-pallidoluysianatrophie. Il peut y avoir un lien entre les maladies causées par les mutations d'expansion de la polyglutamine et de la polyalanine, comme le décalage du cadre du produit du gène SCA3 d'origine codant pour les CAG/polyglutamines en GCA/polyalanines. Le glissement ribosomal pendant la traduction de la protéine SCA3 a été proposé comme mécanisme entraînant le passage de la polyglutamine au cadre codant pour la polyalanine. Une délétion de dinucléotide ou une insertion d'un seul nucléotide dans le tractus polyglutamine de l'exon 1 de la huntingtine déplacerait le cadre codant CAG, polyglutamineen de +1 (décalage +1 du cadre) vers le cadre codant pour la polyalanine GCA et introduirait un nouvel épitope à l'extrémité C de Htt exon 1 (APAAAPAATRPGCG). [16]

Plusieurs maladies ont des mutations de décalage du cadre de lecture comme au moins une partie de la cause. Connaître les mutations prévalentes peut également aider au diagnostic de la maladie. Actuellement, il existe des tentatives d'utiliser des mutations de décalage du cadre de manière bénéfique dans le traitement de maladies, en changeant le cadre de lecture des acides aminés.


Qu'est-ce qu'une mutation de suppression ?

Lorsque l'ADN polymérase descend le long du brin matrice d'ADN, elle peut parfois glisser, sautant essentiellement un ou plusieurs nucléotides. Cela signifie que la séquence ne sera pas correctement transcrite du brin d'ADN au brin d'ARNm respectif. Au lieu de cela, toute la séquence de nucléotides déplacera le &ldquorreading frame&rdquo, ce qui entraînera ce qu'on appelle un frameshift. Comme expliqué ci-dessus, étant donné que les paires de bases sont regroupées en ensembles de trois, appelés codons, qui entraînent des acides aminés spécifiques, un décalage du cadre de lecture peut perturber ce schéma, modifiant toutes les paires de bases, les codons et les acides aminés/protéines ultérieurs à la suite de cette suppression d'un base nucléotidique.

Le gène qui est produit peut donc être incapable de fonctionner. Un gène non fonctionnel peut avoir un large éventail d'effets, d'inoffensifs à extrêmement néfastes, selon l'endroit du gène où une telle délétion se produit, ainsi que le type de cellule qui subit la délétion. Dans certains cas, si trois nucléotides sont supprimés (par exemple, un codon complet), il manquera un acide aminé dans une protéine, ce qui peut être un problème sérieux, selon les détails de la mutation par suppression. Si un ou deux nucléotides sont supprimés et qu'un décalage du cadre de lecture plus important se produit, les effets seront alors plus importants dans la séquence d'ADN globale. Cela perturbera également l'ordre des codons non-sens (remplissage) et des codons d'arrêt, rendant la réplication appropriée encore plus difficile.

Dans le cas de la méiose, de longues sections d'ADN peuvent être commutées d'un brin à un autre&processus mdasha appelé croisement&mdashand si ces sections ne sont pas de la même longueur, ou si elles souffrent de délétions, cela peut entraîner l'échec de plus grandes sections d'ADN. correctement transcrit.


Exemples de maladies causées par des mutations ponctuelles

Fibrose kystique

La mucoviscidose (FK) est une maladie héréditaire récessive la plus courante chez les personnes d'origine européenne. Aux États-Unis, 1 nouveau-né sur 3500 naît avec la mucoviscidose et 1 américain de race blanche sur 30 est porteur. Il existe de nombreuses mutations différentes qui peuvent causer la mucoviscidose, mais la plus courante est une délétion de trois nucléotides dans le régulateur de la conductance transmembranaire de la mucoviscidose (CFTR) qui entraîne la perte de l'acide aminé phénylalanine et provoque une protéine mal repliée. (Notez que cette suppression n'est pas une mutation de décalage du cadre de lecture, car trois bases côte à côte sont supprimées et tous les autres acides aminés de la chaîne restent les mêmes.) La mucoviscidose est associée à un mucus épais et collant dans les poumons et à des difficultés respiratoires, salées. la sueur, l'infertilité chez certains individus et une espérance de vie raccourcie (environ 42-50 ans dans les pays développés).

L'anémie falciforme

L'anémie falciforme est une maladie récessive causée par une seule substitution dans le gène qui crée l'hémoglobine, qui transporte l'oxygène dans le sang. Normalement, l'acide glutamique est produit dans la chaîne, mais la substitution provoque la production de valine à cet endroit. Lorsque les gens ont deux copies de cette mutation, il en résulte des cellules sanguines minces en forme de faucille qui ne peuvent parfois pas transporter correctement l'oxygène. Environ 80% des personnes atteintes de drépanocytose se trouvent en Afrique subsaharienne, où le fait d'être porteur de l'anémie falciforme (n'avoir qu'une copie du gène, pas deux) aide en fait à se protéger contre le paludisme. On le trouve également dans d'autres parties du monde comme l'Inde et le Moyen-Orient, et touche environ 1 Afro-Américain sur 500. Les symptômes comprennent l'anémie, l'obstruction des vaisseaux sanguins et des douleurs thoraciques, et il est traité avec de l'acide folique, des transfusions sanguines, des greffes de moelle osseuse et certains médicaments sur ordonnance.

Tay Sachs

La maladie de Tay-Sachs est un autre trouble récessif causé par des mutations ponctuelles. Différentes mutations peuvent provoquer ce trouble, mais elles se trouvent toutes sur le HEXA gène sur le chromosome 15. Tay-Sachs provoque une détérioration des cellules nerveuses au fil du temps, ce qui entraîne à son tour un déclin du fonctionnement physique et mental. Des formes de la maladie surviennent à la fois chez l'enfant et chez l'adulte, et les enfants atteints meurent généralement avant l'âge de quatre ans. Aux États-Unis, environ 1 nouveau-né sur 320 000 développe le Tay-Sachs. Elle survient à des fréquences plus élevées chez les Juifs ashkénazes, les Cadiens et les Canadiens français (environ 1 sur 3 500 dans ces populations), bien que les mutations associées à la maladie soient différentes dans chaque population. Il n'existe actuellement aucun traitement ou remède.


Pour vérifier les premières phases d'amélioration de l'esprit, les chercheurs utilisent généralement des cellules mentales humaines cultivées en laboratoire.

En dessous des situations appropriées, les cellules recueillies auprès d'adultes et d'animaux différents peuvent être reprogrammées pour se comporter comme des cellules souches de l'esprit.

Tout récemment, les chercheurs ont été prêts à utiliser ces cellules reprogrammées pour fabriquer le tissu qui ressemble à l'esprit dans les boîtes de Pétri, généralement connu sous le nom d'organoïdes de l'esprit.

Les chimpanzés sont une famille proche des humains, cependant, ils ne semblent pas être équivalents à nous. Nous ne sommes pas des chimpanzés.

Les chimpanzés excellent à grimper aux arbres, cependant, nous les frappons du bout des doigts lors des exercices de poutre d'équilibre, ils sont recouverts de poils, alors que nous n'avons maintenant qu'un homme occasionnel avec des épaules vraiment poilues.

Les variations fondamentales, néanmoins, proviennent de la façon dont nous utilisons notre cerveau. Les chimpanzés ont des vies sociales compliquées, jouent à la politique énergétique, se trahissent et s'assassinent les uns les autres, fabriquent des instruments et entraînent l'utilisation d'appareils à travers les générations dans une approche qui relève de la tradition.

Ils étudieront même pour faire des opérations logiques avec des symboles, et ainsi ils ont un sens relatif des nombres.

Mais ces comportements ne reflètent pas à distance la complexité et les nuances des comportements humains, et pour ma part, il n'y a pas la moindre preuve scientifique que les chimpanzés ont l'esthétique, la spiritualité ou une capacité d'ironie ou de poignant.

Les scientifiques ont identifié depuis longtemps que les chimpanzés et les humains partagent environ 98 % de leur ADN.

Finalement, cependant, on peut s'asseoir avec deux rouleaux d'impression PC, parcourir les 2 génomes, et voir précisément où se situe notre différence de 2 %.

Compte tenu des variations extérieures, il semble peu coûteux d'espérer trouver des variations élémentaires dans les parties du génome qui déterminent les cerveaux des chimpanzés et des humains.

Cependant, comme il semble, l'esprit du chimpanzé et l'esprit humain diffèrent à peine en ce qui concerne leurs fondements génétiques.

Certes, un examen détaillé du génome du chimpanzé révèle une leçon essentielle sur le fonctionnement des gènes et de l'évolution, et cela signifie que les chimpanzés et les humains sont beaucoup plus liés que même un neurobiologiste ne peut le supposer.

Les génomes des chimpanzés et des humains révèlent également un passé historique d'autres formes de variations.

Au lieu d'une simple mutation, par laquelle un seul nucléotide est copié de manière incorrecte, envisagez une mutation d'insertion, où un A, C, G ou T supplémentaire est ajouté, ou une mutation par délétion, par laquelle un nucléotide disparaît. Les mutations d'insertion ou de suppression peuvent avoir des conséquences majeures.

Plus essentiel que la façon dont les ajustements génétiques se produisent - par insertion, suppression ou mutation directe - est l'endroit dans le génome où ils se produisent.

Comprenez que, pour que ces ajustements génétiques persistent d'une époque à l'autre, ils doivent transmettre un avantage évolutif.

Lorsque l'on examine la distinction de 2% entre les personnes et les chimpanzés, les gènes en question deviennent essentiels à l'évolution, bien que banals.

Par exemple, les chimpanzés ont d'excellents gènes associés à l'olfaction que nous, ils ont un plus grand sens de l'odorat parce que nous avons égaré beaucoup de ces gènes.

La distinction de deux pour cent comprend en outre une fraction inhabituellement importante de gènes associés au système immunitaire, à la vulnérabilité aux parasites et aux maladies infectieuses : les chimpanzés sont à l'épreuve du paludisme, et nous ne traitons pas la tuberculose plus qu'eux.

Une autre fraction essentielle de ces 2 % comprend les gènes associés à la reproduction, les types de variations anatomiques qui coupent une espèce en deux et les empêchent de se reproduire.

Autre lecture recommandée

La distinction est dans la grande variété de neurones. L'esprit humain a 100 millions de fois la variété de neurones qu'a l'esprit d'une limace de mer.

D'où viennent ces variations de montant ? À un moment indéterminé dans l'avenir de leur amélioration, tous les embryons - qu'ils soient humains, chimpanzés, rats, grenouilles ou limaces - devraient avoir une seule première cellule dédiée à la production de neurones.

Cette cellule se divise et donne naissance à 2 cellules qui se divisent en 4, puis 8, puis 16. Après une douzaine de cycles de division cellulaire, vous avez acheté à peu près suffisamment de neurones pour faire fonctionner une limace. Faites un autre 25 tours environ et vous avez un esprit humain.

Cessez quelques tours de vouloir cela et, à environ un tiers des dimensions d'un esprit humain, vous en avez acheté un pour un chimpanzé afin de clarifier les différences entre les humains et les chimpanzés.


Différence entre les virus à ADN et à ARN

Virus à ADN vs ARN

Les virus sont des agents transmissibles qui ne peuvent pas se répliquer sans la présence de la cellule hôte. Pénétrer dans la cellule hôte, se reproduire et rester à l'écart du système de défense de l'organisme sont les principaux points de survie des virus.

L'ADN ou acide désoxyribonucléique est le principal stockage des codes génétiques qui contient des informations pour le fonctionnement et l'avancement de tous les organismes vivants. Il se trouve dans le noyau. Le sucre présent dans l'ADN est le désoxyribose et il est généralement accompagné d'une paire de molécules appelées molécules double brin avec de longues chaînes nucléotidiques. Cette molécule double brin a un canal étroit qui rend les enzymes destructrices difficiles à pénétrer.

Dans les virus à ADN, l'intégration de l'ADN viral est la même que la façon dont l'hôte combinerait à l'origine l'ADN. Le virus inculquera le code génétique spécifiquement à la membrane de l'ADN hôte puis, à l'aide de l'ARN polymérase, la duplication se produira. La réplication se produit généralement dans le noyau. Avec la formation des virus effectuée pendant la phase lytique, la membrane de la cellule hôte se sépare et les nouveaux virus sont libérés. Le niveau de mutation dans l'ADN est plus faible car l'ADN polymérase a une activité de raffinage. Ce sont des parasites intracellulaires irrésistibles et ils se connectent sans pitié aux changements qui se produisent chez l'hôte. La spécificité des virus à ADN est souvent conclue au niveau transcriptionnel. Ces types de virus sont constants, c'est pourquoi les vaccins fonctionnent efficacement au fil des ans.

L'ARN ou acide ribonucléique est un acide polymère nucléique qui joue un rôle important dans la traduction du code génétique de l'ADN en produits protéiques. Il se trouve dans le noyau et le cytoplasme. Il s'agit généralement d'une molécule simple brin avec des chaînes nucléotidiques plus courtes. Le sucre présent est le ribose. Plusieurs virus à ARN instillent l'ARN dans la cellule hôte et ignorent l'hôte à ADN pour la duplication et le décodage. L'ADN agit ici comme un modèle pour le virus à ARN puis le transcrit en protéines virales. Certains virus à ARN incorporent une enzyme transcriptase qui transfère le virus à ARN au virus à ADN et se combinent dans l'ADN de l'hôte. Ensuite, il suit le processus de réplication de l'ADN. La réplication se produit généralement dans le cytoplasme. La mutation est la principale cause des modifications du code génétique des virus. Dans l'ARN, la mutation est plus élevée parce que l'ARN. polymérase est susceptible de commettre des erreurs. Ils sont instables et remplacent l'enveloppe protéique qui peut bluffer le système immunitaire.

1. Les virus à ADN sont principalement à double brin, tandis que les virus à ARN sont à simple brin.

2. Le taux de mutation de l'ARN est supérieur au taux de mutation de l'ADN.

3. La réplication de l'ADN a lieu dans le noyau tandis que la réplication de l'ARN a lieu dans le cytoplasme.

4. Les virus à ADN sont stables tandis que les virus à ARN sont instables.

5. Dans les virus à ADN, le code génétique viral est injecté dans l'ADN hôte pour la duplication et le décodage. Les virus à ARN ignorent l'ADN pour la duplication et le décodage.


3 réponses 3

Tout d'abord, prendre ces données avec une très grosse pincée de sel. Ce type d'analyse ciblée n'est pas conçu pour produire des données génétiques de haute qualité, mais pour donner une idée de l'ascendance d'un échantillon. Étant donné un fichier comme celui que vous décrivez sans aucune information de qualité, vous n'avez aucun moyen de savoir à quel point l'une des variantes appelées est réellement fiable. D'après mon expérience personnelle avec une autre entreprise similaire, je m'attends à ce qu'ils ne soient pas du tout fiables.

J'ai testé quatre personnes à l'aide d'un outil commercial comme celui que vous décrivez et bien que je ne doute pas de la validité de leurs principaux résultats (ceux affichés sur leur site Web), leurs données brutes ont montré des combinaisons de variantes qui étaient extrêmement peu susceptibles d'être réelles étant donné que les individus respiraient encore.

Cela ne veut pas dire que ces entreprises ne font pas bien leur travail, seulement que leur travail se limite à ce qu'elles affichent réellement. Lorsque vous examinez leurs données brutes, vous êtes seul. Vraisemblablement, ils appliquent divers filtres avant d'afficher les principaux résultats, mais ceux-ci ne sont probablement pas appliqués aux données brutes. Donc, si vous voulez faire vos propres analyses, il est peu probable que ce soit un ensemble de données fiable. De plus, je vous exhorte fortement à demander l'aide d'un expert lors de l'interprétation des données dont vous disposez.

Cela dit, les rsID sont simplement des identifiants d'une variation génétique spécifique, pas d'un emplacement. Toute position génomique peut avoir de nombreuses variations possibles (essentiellement infinies). Par exemple, un résidu C à la position 100 du chromosome 1 pourrait devenir un G, un T ou un A. Chacun d'eux aura son propre rsID distinct. Maintenant, si vous considérez également les insertions et les suppressions, vous pouvez voir pourquoi vous pouvez avoir des variations possibles essentiellement illimitées à cette position spécifique. Donc non, avoir plus d'un rsID décrivant la même position n'est pas du tout étrange.

La façon dont ces tests fonctionnent est qu'ils examinent une liste de variantes possibles, chacune ayant son propre rsID, et qu'ils rapportent ce qu'ils trouvent pour ce rsID dans l'échantillon. Ensuite, ils rapporteront ce qu'ils trouvent à la position du rsID pour chaque allèle. Ceci est expliqué dans l'article FAQ auquel vous avez lié :

Les observations possibles sont A pour l'adénine, C pour la cytosine, G pour la guanine, T pour la thymine, I pour l'insertion » et « D pour la suppression, ou 0 pour les données manquantes. La première colonne fournit l'identifiant (y compris le #rsID si possible). Les colonnes deux et trois contiennent la position du chromosome et de la paire de bases du variant en utilisant les coordonnées de référence 37.1 humaines. Les colonnes quatre et cinq contiennent les deux allèles observés chez ce variant (génotype)

Jetons un coup d'œil aux deux rsId que vous mentionnez.

rs6010164 : Il s'agit d'un variant à nucléotide unique (SNV) qui décrit un résidu C où le génome de référence a un T.

rs267607236 : il s'agit d'une suppression à la position 50076841, donc une variante très différente de la précédente. Dans celui-ci, la séquence TGAG est supprimée.

Ainsi, votre échantillon n'a pas rs6010164 car il a la même séquence à cette position que la référence. Cependant, il a l'insertion comme indiqué par les deux Is.

Les Is et Ds des insertions et suppressions (indels) vont être la partie facile ici. La seule façon d'analyser ce type de fichier et de le convertir en VCF est d'obtenir la liste des rsID SNV cibles, de vérifier ce qu'ils décrivent comme référence et comme variante, puis, pour chacun, de vérifier lequel des deux est affiché dans votre dossier.

Si vous n'êtes pas un expert dans ce domaine, vous feriez probablement mieux d'embaucher quelqu'un pour le faire pour vous. Il existe en fait des entreprises qui offrent ce type de service et peuvent utiliser ces fichiers délimités par des tabulations en entrée. Je travaille même pour un !


Transcriptomique et épigénomique

Preeti Chavan-Gautam , . Kalpana Joshi , dans Approches innovantes dans la découverte de médicaments , 2017

Technologies du transcriptome

L'analyse en série de l'expression génique, ou SAGE, est une technique expérimentale conçue pour acquérir une quantification directe de l'expression génique. Le principe consiste à isoler des étiquettes de séquence uniques (9 à 10 pb de longueur) à partir d'ARNm individuels et à lier les étiquettes en série dans de longues molécules d'ADN pour un séquençage forfaitaire. La méthode SAGE peut être appliquée aux études explorant pratiquement tout type de phénomènes biologiques dans lesquels les changements dans la transcription cellulaire sont responsables. SAGE est une technologie très efficace qui non seulement génère un profil d'expression global, mais identifie également un ensemble de gènes spécifiques responsables des conditions cellulaires en comparant les profils au sein de groupes sains et malades ( Yamamoto et al., 2001 ).

Le principal inconvénient de SAGE est l'exigence d'une quantité relativement élevée d'ARNm et la difficulté de construire des bibliothèques d'étiquettes.

Les expériences de puces à ADN comprennent deux composants : la sonde et la cible. Ces milliers de sondes sont fixées à une surface et des échantillons d'ARN (les cibles) sont marqués avec des colorants fluorescents pour l'hybridation au microarray. Les sondes sont construites à l'aide d'ADNc ou d'oligonucléotides présynthétisés et sont fixées sur des plaquettes de silicium par photolithographie ou imprimées sur une lame de verre. Il existe de nombreuses plates-formes de puces à ADN qui diffèrent par la fabrication des puces et l'utilisation du colorant. Après l'hybridation, des lumières laser sont utilisées pour exciter le colorant fluorescent. L'intensité d'hybridation est représentée par la quantité d'émission fluorescente, qui donne une estimation des quantités relatives des différents transcrits qui sont représentés.

Dans les puces à ADNc, l'ARNm des échantillons biologiques est transcrit à l'envers et marqué simultanément avec Cy3 et Cy5. Après l'hybridation, la fluorescence Cy3 et Cy5 est mesurée séparément et capturée en deux images, qui sont ensuite fusionnées pour produire une image composite.

Les puces à oligonucléotides haute densité impliquent des séquences de sonde plus courtes (environ 25 pb) et n'utilisent qu'une seule couleur de fluorescence, car l'échantillon d'ARNm est converti en ARNc biotinylé et une seule cible est hybridée à chaque puce (Freedman et Loscalzo, 2009).

La technologie des puces à ADN représente une formidable opportunité pour la recherche biomédicale, des problèmes importants doivent être pris en compte. Bien que les études liées aux puces à ADN puissent surveiller les changements globaux dans l'expression des gènes, ces études sont limitées par l'accès et le coût. There is also a lack of rigorous standards for data collection, analysis, and validation ( Russo et al., 2003 ). An additional limitation of this technology is that each microarray can only provide information about the genes that are included on the array.

The world has now embarked into a new era of omics since the continued advancements in the next generation of high-throughput sequencing (NGS) technologies, which includes sequencing assays like synthesis-fluorescent in situ sequencing (FISSEQ), pyrosequencing sequencing, Sequencing by Oligonucleotide Ligation and Detection (SOLiD), sequencing by hybridization along with sequencing by ligation, and nanopore technology ( Yadav et al., 2014 ). NGS is believed to make advances and make the drug discovery process more rapid.

NGS technologies have several applications ranging from genetic applications like comparative genomics, metagenomics, high-throughput polymorphism detection, mutation detection, analysis of small RNAs, transcriptome profiling, methylation profiling, and chromatin remodeling. The major measurements for the success of the NGS technology are large sequences (read length), sequence quality, high throughput, and comparatively lower cost.

The various assays involved in NGS technologies are described below: a.

Sequencing by Synthesis (SBS)

Flurophore-labeled, reversible nucleotide is one of the most common platforms of sequencing by synthesis (SBS). It is also referred as FISSEQ. Ronaghi et al. at Stanford University, developed pyrosequencing technology and is now another SBS technology in use ( Ronaghi et al., 1996 ). The principle is based on the detection of pyrophosphate (PPi) released during DNA synthesis when inorganic PPi is released after a nucleotide incorporation by DNA polymerase. The released PPi is then converted to ATP by ATP sulfurylase. A luciferase reporter enzyme uses the ATP to generate light, which is then detected by a charged couple device camera. Pyrosequencing has been upgraded into an NGS technology, with the composite of several technologies involving template carrying microbeads attached to picoliter-sized reaction wells connected to the optical fibers ( Shendure et al., 2004 ). 454 Life Sciences/Roche Diagnostic has a Genome Sequencer 20 System and Genome Sequencer FLX System, two high-throughput commercial sequencing platforms, and DNA helices are fractionated into 300–500 bp fragments and linkers are added to their 3′ and 5′ ends. Single-stranded DNA is isolated and captured on beads. The beads with DNAs are then emulsified in a “water-in-oil” mixture with amplification reagents to create micro reactors for emulsion PCR (emPCR). Finally, beads with amplified DNAs are loaded onto a picotitre plate for sequencing ( Yadav et al., 2014 ).

This high-throughput method was developed at Harvard University, at George Church’s Laboratory based on polony amplification and FISSEQ ( Shendure and Ji, 2008 ). In polony amplification DNA is amplified in situ on a thin polyacrylamide film ( Mitra and Church, 1999 ). The DNA movement is limited in the polyacrylamide gel, so the amplified DNAs are localized in the gel and form the so-called polonies, that is, polymerase colonies. Up to five million polonies (i.e., five million PCRs) can be formed on a single glass microscope slide.

Kim et al. developed a technology named Polony Multiplex Analysis of Gene Expression, which blends polony amplification and a sequence-by-ligation method, to sequence 14-base tags ( Kim and Porreca, 2007 ). Up to 5 million polonies can be sequenced in parallel.

Single Molecule DNA Sequencing

Most current sequencing technologies are based on sequencing many identical copies of DNA molecules (often amplified). However, the main drawback associated with sequencing amplified multiple copies of identical DNAs is achieving the synchronous priming of each copy of the multiple DNA by the sequencing primers ( Lin et al., 2008 ). This problem can be overcome by performing SBS methods discussed earlier in the chapter. Here DNA is attached to solid support to form single molecule arrays, and the single DNA molecule is then sequenced directly. Applera Corp. invented fluorescent intercalators that are occupied as a donor in fluorescence resonance energy transfer for use in single-molecule-sequencing reactions ( Sun, 2007 ).

This sequencing technology is one of the most promising technologies because of rapidity, real-time assay, and true single-molecule DNA sequencing. It involves the usage of nanopores, which are nanometer-scale pores ( Rhee and Burns, 2006 ). The principle behind this technology is noticing the change in the ionic current in nanopores when molecules cross through a nanopore and is used for the detection, counting, and characterization of single molecules ( Meller and Branton, 2002 Meller et al., 2000 ). Recent progress has made a big step toward ultrafast sequencing using nanopore technologies. Lagerqvist et al. proposed and theoretically demonstrated a novel idea to measure the electric current perpendicular to the DNA backbone ( Lagerqvist et al., 2006 ). Further, Zhao et al. showed that a single nucleotide polymorphism (SNP) can be detected by a change in the threshold voltage of a nanopore ( Zhao et al., 2007 ).

Lynx Therapeutics Inc. released the first NGS by ligation, the technology involved massively parallel signature sequencing ( Brenner et al., 2000 ). The method was upgraded to ultra-fast and NGS at Church’s laboratory at Harvard Medical School ( Kim and Porreca, 2007 Myllykangas et al., 2012 ). They converted an epifluorescence for rapid DNA sequencing. DNA molecules were amplified in parallel onto microbeads by an emulsion polymerase chain reaction. Millions of beads were immobilized in a polyacrylamide gel and sequenced using sequencing a ligation method. Applied Biosystem Inc. acquired Agencourt Personal Genomics, which developed the SOLiD for high-throughput DNA sequencing ( Yadav et al., 2014 ).

RNA-seq technology is based on a deep sequencing technology and, compared to microarray, is a newer method to interrogate single cell transcriptome. The substantial advantage is that it allows direct access to sequences of mRNA also, variations due to hybridization and labeling efficiencies are reduced. In addition, RNA-seq also allows the detection of RNA editing events, like alternative splicing, the most important source of phenotypic diversity in eukaryotes ( Malone and Oliver, 2011 ). In an RNA-seq experiment, total RNA is first extracted from cell samples.

As the bulk of cellular RNA is contained of rRNA, it becomes necessary to reduce the quantity of rRNA to maximize diversity of the sequences retrieved from sequencing. The rRNA quantity in the sample is reduced by the enrichment of polyadenylated RNA or by the deletion of the rRNA quantity ( Wilhelm et al., 2010 ). The sample is treated with DNase to remove any remaining DNA followed by cDNA synthesis. Before loading onto the platform, this cDNA is labeled using a variety of creation procedures depending upon the sequencing technology, platform, and analysis technique ( Wilhelm et al., 2010 Tang et al., 2009 ). At present various sequencing platforms used for single cell transcriptome are from Pacific Biosciences, Illumina, and Complete Genomics. Mainly RNA-seq technology is used for three main applications:


New Insights On Agrobacterium Genetic Modification And Transgenes

Since the beginning of genetic engineering and its use in plant biology, the microorganism Agrobacterium tumefaciens has been a prominent figure in scientific endeavors. The natural processes of the species involves them modifying their cellular surroundings inside tree hosts to provide them with the nutrients they need. As a side effect of this process, they have the capability to transfer genetic material into the genome of their host. Indeed, there is plenty of evidence that they have been doing so with plants around the world for millions of years, resulting in not only transgenes from the bacteria themselves, but also far-flung sources like insects and fungi.

This process involves the movement of a small fragment of DNA referred to as transfer DNA (T-DNA) and it has become common to use this system to transfer desired sequences into available plant cultivars. In the model organism Arabidopsis alone, there are over 700,000 known variant lines in the scientific literature with a different T-DNA insertion used for a number of research prospects. Of these, around 325,000 have had their genomes fully sequenced to study the differences in T-DNA insertion and the kinds of ways the DNA addition can take place.

The Methods of Transgenesis

Normally, the insertion process of Agrobacterium involves a tumor-inducing plasmid gene that causes large lumps known as crown galls to form in the infected part of the tree. The bacteria used by scientists, however, has had these sequences removed so that only the desired gene to be inserted is used and nothing else. The replacement for them is what is known as a cassette, which is a set of genes to help facilitate the gene of interest. These extra parts include a promoter sequence and often a selectable marker, whether that is resistance to a specific antibiotic or color change via a fluorescent protein.

The reason why there is at least some uncertainty during insertion events is that the T-DNA sequence is placed at locations in the genome where a double strand break naturally occurs from some other regular form of damage. Since this can happen in most places of the genome, the insertion place is variable and can also happen more than once if the T-DNA is available when more than just a single double strand break occurs.

After the insertion of the target gene, expression testing and overall sequencing is done to properly visualize where in the genome the events happened and it is that data which makes up the database information on Arabidopsis. Since it is also possible for the T-DNA to be inserted in an inverted direction and cause some chromosomal rearrangement from that, along with epigenetic responses, all avenues of change must be notated and considered. Including cases where cellular systems, such as RNA silencing, prevent the inserted transgene from being expressed, while still keeping the insertion. But the capability to visualize and resolve such changes in the data has often been lacking in the past, especially when it came to epigenetics.

Secrets of T-DNA and Epigenetics

A team of researchers at the Salk Institute for Biological Studies decided to use several data processing methods to analyze this available material and determine specifics on T-DNA insertion attempts using Agrobacterium and how this changes the genetic environment around the insertion point. While a single inserted copy would be preferable, the fact that multiple copies are added often isn’t a hindrance based on what they found, as it is very common for these insertions to be completely silenced or not expressed. This is true whether through the gene not being properly transcribed or through more active cellular measures. Those measures include epigenetic modifications that silence the inserted gene through methylation of the markers found on every gene sequence.

It is actually rare for an inserted gene to be active and functional in the first place, which is why several transgenic lines see no expression at all. This also explains why transgenesis using Agrobacterium involves making a large amount of cultivar lines in order to find one that is functionally using the gene. The floral dip method that involves dipping the flowers of plants into a mixture containing Agrobacterium may also play a role in the selective silencing of the target gene.

The selectable marker nptII that confers kanamycin resistance appears to be heavily silenced by Arabidopsis and any successful transcription is swiftly degraded. This does mean that such a marker isn’t exactly useful in showcasing that the cassette containing the gene was inserted and expressed. In comparison, another line using the marker bar that gives a particular herbicide resistance showed no evidence of silencing. So this difference appears to be marker specific and should be noted for future research.

Advanced Sequencing and New Technologies

They hope that this more in-depth information can not only improve usage of Agrobacterium in the future, but also that their publishing of what this sort of single nucleotide-level resolution mapping can figure out will enable greater use of it by others to find the specific insertion lines that are both actively expressed and, preferably, have just a single copy of the transgene. It is a far more efficient method than the currently used screening of large numbers of plants and the researchers noted in their press release that the technology to do this didn’t exist just a year ago. The new nanopore sequencing technology has opened up a lot of doors to finding previously hidden changes in genetic material.

This also shows that next generation sequence machinery continues to expand at a rapid speed, gaining higher levels of functionality and faster ways of resolving entire genomes of data. Who knows where such technology will be just a few years further down the road. We’ll all have to wait and see.