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Un doute sur le code génomique pour le positionnement des nucléosomes ?

Un doute sur le code génomique pour le positionnement des nucléosomes ?



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Je lisais "Un code génomique pour le positionnement des nucléosomes" (par Eran Segal et al). Et j'ai 2 doutes.

La figure (b) de cette image de l'article montre le graphique de la fraction (moyenne mobile de 3 pb) des dinucléotides AA/TA/TT de la séquence d'ADN nucléosomique qu'ils ont analysée statistiquement pour autant que je sache. Quelle est la moyenne mobile de 3 pb ici ? Je ne comprends pas non plus comment ils ont choisi la 0e position (la dyade). Qu'est-ce que cela signifie également d'avoir des oscillations (corrélation ?) dans ce graphique ?


MISE À JOUR : J'ajoute quelques informations supplémentaires liées à la recherche des fractions dinucléotidiques. Je ne comprends toujours pas pourquoi la fraction se trouve-t-elle ainsi?


La dyade est le centre de l'ADN qui est enroulé autour du noyau du nucléosome (il s'agit essentiellement du centre de symétrie du nucléosome). C'est une pratique courante de le mettre à 0, ce qui rend l'ADN entrant moitié négatif et l'ADN sortant moitié positif.

Par oscillations, les auteurs entendent qu'il y a une répétition périodique du dinucléotide A/T. OMI, il n'est en fait pas correct de l'appeler oscillation qui est principalement utilisée dans un sens dynamique du cours du temps.

Je suppose que c'est ce que l'on entend par Moyenne mobile de 3 nt:

Vous avez des probabilités dinucléotidiques conditionnelles pour chaque position (comme indiqué sur la figure). Maintenant, vous calculez la probabilité de dinucléotide A/T qui est :

P[À] = PAA + PÀ + PTT + PAT

Vous trouvez maintenant la moyenne mobile pour 3 étapes :

MA(f) = (1/3)×(P[A/T](n) + P[A/T](n-1) + P[A/T](n-2)) m est alorse position de l'ADN

Les modifications des histones sont des composants clés de l'emballage de la chromatine, mais le fait qu'elles constituent un « code » a été contestée. Nous pensons que la question centrale est la causalité : les modifications des histones sont-elles responsables des différences entre les états de la chromatine, ou les différences de modifications sont-elles principalement des conséquences de processus dynamiques, tels que la transcription et le remodelage nucléosomique ? Nous constatons que les inférences de causalité sont souvent basées sur la corrélation et que les modèles de certaines modifications clés des histones sont plus facilement expliqués comme les conséquences de la perturbation des nucléosomes en présence d'enzymes modifiant les histones. Nous suggérons que le paradigme de l'accessibilité de l'ADN, vieux de 35 ans, fournit une base mécaniquement solide pour comprendre le rôle des nucléosomes dans la régulation des gènes et l'hérédité épigénétique. Sur la base de ce point de vue, les modifications et les variantes des histones contribuent à la diversification d'un paysage de la chromatine façonné par des processus dynamiques qui sont principalement entraînés par la transcription et le remodelage des nucléosomes.

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Des scientifiques découvrent un code génétique pour organiser l'ADN dans le noyau

L'ADN - la longue et fine molécule qui transporte notre matériel héréditaire - est comprimé autour d'un échafaudage protéique dans le noyau cellulaire en de minuscules sphères appelées nucléosomes. Les nucléosomes en forme de billes sont enfilés le long de l'ensemble du chromosome, qui est lui-même plié et emballé pour s'insérer dans le noyau. Qu'est-ce qui détermine comment, quand et où un nucléosome sera positionné le long de la séquence d'ADN ? Le Dr Eran Segal et l'étudiant-chercheur Yair Field du département d'informatique et de mathématiques appliquées du Weizmann Institute of Science ont réussi, avec des collègues de la Northwestern University de Chicago, à déchiffrer le code génétique qui définit les règles de localisation sur le brin d'ADN. les nucléosomes seront situés. Leurs découvertes sont parues aujourd'hui dans Nature.

L'emplacement précis des nucléosomes le long de l'ADN est connu pour jouer un rôle important dans le fonctionnement quotidien de la cellule, car l'accès à l'ADN enveloppé dans un nucléosome est bloqué pour de nombreuses protéines, y compris celles responsables de certains des processus les plus élémentaires de la vie. Parmi ces protéines barrées se trouvent des facteurs qui initient la réplication de l'ADN, la transcription (le transfert d'informations génétiques de l'ADN à l'ARN) et la réparation de l'ADN. Ainsi, le positionnement des nucléosomes définit les segments dans lesquels ces processus peuvent et ne peuvent pas avoir lieu. Ces limitations sont considérables : la plupart de l'ADN est emballé dans des nucléosomes. Un seul nucléosome contient environ 150 bases génétiques (les « lettres » qui composent une séquence génétique), tandis que la zone libre entre les nucléosomes voisins n'a qu'une vingtaine de bases. C'est dans ces régions sans nucléosomes que des processus tels que la transcription peuvent être initiés.

Pendant de nombreuses années, les scientifiques ont été incapables de s'entendre sur le fait que le placement des nucléosomes dans les cellules vivantes est contrôlé par la séquence génétique elle-même. Segal et ses collègues ont réussi à prouver que la séquence d'ADN code effectivement des informations de « zonage » sur l'emplacement des nucléosomes. Ils ont également caractérisé ce code puis, en utilisant la séquence d'ADN seule, ont pu prédire avec précision un grand nombre de positions de nucléosomes dans les cellules de levure.

Segal et ses collègues y sont parvenus en examinant environ 200 sites différents de nucléosomes sur l'ADN et en se demandant si leurs séquences avaient quelque chose en commun. L'analyse mathématique a révélé des similitudes entre les séquences liées aux nucléosomes et a finalement découvert un "mot de code" spécifique. Ce « mot de code » consiste en un signal périodique qui apparaît toutes les 10 bases sur la séquence. La répétition régulière de ce signal aide le segment d'ADN à se plier brusquement dans la forme sphérique requise pour former un nucléosome. Pour identifier ce code de positionnement des nucléosomes, l'équipe de recherche a utilisé des modèles probabilistes pour caractériser les séquences liées par les nucléosomes, puis a développé un algorithme informatique pour prédire l'organisation codée des nucléosomes le long d'un chromosome entier.

Les découvertes de l'équipe ont fourni un aperçu d'un autre mystère qui a longtemps intrigué les biologistes moléculaires : comment les cellules dirigent-elles les facteurs de transcription vers leurs sites prévus sur l'ADN, par opposition aux nombreux sites similaires mais fonctionnellement non pertinents le long de la séquence génomique ? Les sites de liaison courts eux-mêmes ne contiennent pas suffisamment d'informations pour que les facteurs de transcription les distinguent. Les scientifiques ont montré que les informations de base sur la pertinence fonctionnelle d'un site de liaison sont au moins partiellement codées dans le code de positionnement du nucléosome : les sites visés se trouvent dans des segments sans nucléosome, ce qui leur permet d'être accessibles par les différents facteurs de transcription. En revanche, les sites de liaison fallacieux avec des structures identiques qui pourraient potentiellement détourner les facteurs de transcription sont commodément situés dans des segments qui forment des nucléosomes, et sont donc pour la plupart inaccessibles.

Étant donné que les protéines qui forment le noyau du nucléosome sont parmi les plus conservées dans la nature au cours de l'évolution, les scientifiques pensent que le code génétique qu'ils ont identifié devrait également être conservé dans de nombreux organismes, y compris les humains. Plusieurs maladies, telles que le cancer, sont généralement accompagnées ou causées par des mutations de l'ADN et de la façon dont il s'organise en chromosomes. De tels processus mutationnels peuvent être influencés par l'accessibilité relative de l'ADN à diverses protéines et par l'organisation de l'ADN dans le noyau cellulaire. Par conséquent, les scientifiques pensent que le code de positionnement des nucléosomes qu'ils ont découvert pourrait aider les scientifiques à l'avenir à comprendre les mécanismes sous-jacents de nombreuses maladies.

La recherche du Dr Eran Segal est financée par le Fonds de bienfaisance Arie and Ida Crown Memorial et la Fondation Estelle Funk.

L'Institut des sciences Weizmann de Rehovot, en Israël, est l'un des meilleurs instituts de recherche multidisciplinaire au monde. Remarqué pour sa vaste exploration des sciences naturelles et exactes, l'Institut abrite 2 500 scientifiques, étudiants, techniciens et personnel de soutien. Les efforts de recherche de l'institut comprennent la recherche de nouvelles façons de lutter contre la maladie et la faim, l'examen des questions phares en mathématiques et en informatique, l'exploration de la physique de la matière et de l'univers, la création de nouveaux matériaux et le développement de nouvelles stratégies pour protéger l'environnement

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Soif de science

En 2006, Segal a publié un article dans lequel ils ont tenté de modéliser et de prédire le positionnement en se basant uniquement sur des signaux de séquence localisés. Dans l'article, ils ont comparé leur modèle à un certain nombre d'ensembles de données précédemment publiés (principalement des ensembles de données à faible résolution ou de petite taille) afin de revendiquer une précision d'environ 50 %. Dans un article ultérieur, Narlikar et. Al. (un groupe indépendant du travail Segal) a montré que l'utilisation des informations de positionnement, le modèle Segal, peut être informatif lorsque l'on regarde le réseau de régulation.

Il y a quelques mois, j'ai vu Jonathan Widom donner une conférence dans laquelle il a discuté des premiers résultats du travail de suivi du modèle original de Segal. Depuis l'article de Segal, un certain nombre de groupes ont publié des cartographies à plus grande échelle et à plus haute résolution du positionnement des nucléosomes, y compris Lee et. Al. papier (2007). Ces ensembles de données ont fourni des ensembles de données plus grands et de meilleure qualité qui ont été utilisés pour améliorer les modèles de positionnement. Bien que je n'aie pas encore vu le nouveau modèle dont Widom a parlé, il semblait contenir des améliorations prometteuses par rapport à l'original.

Une perspective entièrement différente sur les nucléosomes a à voir avec la dynamique des histones. J'ai déjà écrit à propos d'un travail élégant sur Histone Turnover, mais récemment Shivaswamy et. Al. a adopté une approche différente du problème. Ils ont comparé le positionnement des nucléosomes dans des conditions normales par rapport à des conditions de choc thermique et ont montré des changements intéressants liés à la transcription. Ils ont également proposé un modèle dans lequel certains nucléosomes sont bien positionnés avec des nucléosomes voisins simplement s'entasser autour de ceux bien définis. Je connais les auteurs de cet article et ils s'intéressent à l'exploration des modifications des nucléosomes dans diverses conditions.

Deux perspectives supplémentaires se profilent à l'horizon : les effets des gènes individuels sur le positionnement et la souplesse du positionnement à travers l'évolution. Desiree Tillo a donné une conférence intéressante lors de la récente réunion de biologie des systèmes du CSHL sur leurs travaux de suivi de Lee et. Al. (2007). À savoir, ils examinent le positionnement des nucléosomes dans un grand nombre de souches mutantes (allèles conditionnels des éléments essentiels et suppressions des éléments non essentiels) ainsi que lorsque les levures sont confrontées à de petites molécules inhibitrices des enzymes modifiant les histones. Je connais au moins deux groupes qui travaillent sur une perspective plus évolutive, mais seulement aux tout premiers stades.

Je ne suis certainement PAS un expert dans ce domaine, car mes connaissances actuelles découlent en grande partie de ces articles et de quelques conférences. Actuellement, ce domaine est chaud et les progrès sont rapides …. il me manque donc probablement plusieurs articles clés dans la région (les suggestions de lecture sont les bienvenues). Compte tenu de l'influence probable des nucléosomes sur la régulation, c'est un sujet que je continuerai de suivre avec un certain intérêt.


Positionnement des nucléosomes chez les levures : méthodes, cartes et mécanismes

L'ADN nucléaire eucaryote est emballé dans des nucléosomes. Au cours de la dernière décennie, la cartographie des nucléosomes à l'échelle du génome à travers les espèces a révélé le degré élevé d'ordre dans le positionnement des nucléosomes. Il existe une organisation nucléosome stéréotypée conservée autour des sites de début de transcription (TSS) avec une région appauvrie en nucléosomes (NDR) en amont du TSS et un réseau régulier aligné sur le TSS de nucléosomes régulièrement espacés en aval sur le corps du gène. Comme les nucléosomes entravent largement l'accès à l'ADN et fournissent ainsi un niveau important de régulation du génome, il est d'intérêt général de comprendre les mécanismes générant le positionnement des nucléosomes et en particulier le modèle stéréotypé NDR-array. Nous nous concentrons ici sur les modèles les plus avancés, les levures unicellulaires, et passons en revue les progrès dans la cartographie des nucléosomes et quels mécanismes de positionnement des nucléosomes sont discutés. Il y a quatre aspects mécanistiques : Comment les NDR sont-ils générés ? Comment les nucléosomes individuels sont-ils positionnés, en particulier ceux qui flanquent les NDR ? Comment les nucléosomes sont-ils régulièrement espacés conduisant à des réseaux réguliers ? Comment les tableaux réguliers sont-ils alignés sur les TSS ? Les principaux candidats pour les déterminants de positionnement des nucléosomes sont les préférences intrinsèques de liaison à l'ADN de l'octamère d'histone, les facteurs de liaison à l'ADN spécifiques, les enzymes de remodelage des nucléosomes, la transcription et le positionnement statistique. Nous résumons l'état de l'art dans un modèle intégratif où les nucléosomes sont positionnés par une combinaison de tous ces déterminants candidats. Nous mettons en évidence la prédominance de mécanismes actifs impliquant des enzymes de remodelage nucléosomique qui peuvent être recrutées par des facteurs de liaison à l'ADN et la machinerie de transcription. Si ce cadre mécaniste a clairement émergé au cours des dernières années, les facteurs impliqués et leurs mécanismes sont encore mal compris et nécessitent des efforts futurs combinant des approches in vivo et in vitro.

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DISCUSSION

Les nucléosomes sont des structures dynamiques - ils peuvent être dépliés, déplacés ou partiellement déballés, à l'aide d'enzymes de remodelage de la chromatine ou par les seules fluctuations thermiques (51,61-64). De plus, les réseaux de nucléosomes se replient en fibres de chromatine, qui forment à leur tour des structures complexes et dynamiques d'ordre supérieur (65). Ainsi, le degré d'accessibilité de l'ADN nucléosomique aux nucléases telles que la MNase peut varier considérablement selon la mobilité du nucléosome et selon qu'il réside dans la chromatine ouverte ou fermée. De multiples facteurs peuvent contribuer à la mobilité des nucléosomes, notamment la séquence d'ADN, l'action de remodelage de la chromatine et les interactions avec les protéines de liaison à l'ADN non histones telles que les composants de la machinerie transcriptionnelle (28, 31, 47, 66-68). De telles interactions peuvent à la fois empêcher la formation de nucléosomes par exclusion stérique et la faciliter en établissant des contacts favorables avec l'octamère d'histone et/ou l'ADN nucléosomique.

Ici, nous montrons que les nucléosomes présentent un large éventail de sensibilités à la MNase (43, 45, 46), et donc la concentration de MNase détermine quels nucléosomes seront préférentiellement isolés dans les expériences de digestion par nucléase. En effet, à des concentrations plus élevées de MNase généralement utilisées dans les expériences de cartographie des nucléosomes pour réduire la chromatine en mononucléosomes, seuls les nucléosomes résistants à la MNase produiront un ADN d'une longueur approximativement mononucléosomique, tandis que l'ADN des nucléosomes sensibles à la MNase sera surdigéré et perdu de la bande mononucléosomique. En revanche, à des concentrations de MNase plus faibles, les fragments d'ADN de la taille d'un mononucléosome seront principalement constitués de nucléosomes sensibles à la MNase, tandis que les nucléosomes résistants à la MNase correspondront à des fragments d'ADN plus longs (di-, tri-nucléosome, etc.). Conformément à cette idée, nous avons constaté que les digestions à des concentrations élevées et faibles de MNase produisent des sous-ensembles de nucléosomes distincts dans les deux 0-12 h Drosophile embryons et cellules S2 (figure supplémentaire S3A), avec des nucléosomes sensibles à la MNase et résistants à la MNase présentant des signatures de séquence uniques (figure 3, figure supplémentaire S5). De plus, de nombreux fragments de la taille des mononucléosomes sont plus courts que la longueur canonique de l'ADN nucléosomique de 147 pb, ce qui indique que, comme pour la levure de boulangerie (39), une fraction importante des nucléosomes de mouches est partiellement déballée et surdigérée par la MNase. Nous avons utilisé l'immunoprécipitation de la chromatine contre les histones H3 et H2B pour confirmer que ces fragments d'ADN plus courts, ainsi que tous les autres fragments analysés par MNase HIGH - et MNase LOW -seq, sont associés aux protéines histones.

Enfin, nous observons que les larges régions appauvries en nucléosomes en amont du TSS (69) sont en fait enrichies en nucléosomes sensibles à la MNase, ces nucléosomes ne sont pas détectés à des concentrations plus élevées en MNase. Afin de fournir une carte plus complète du positionnement des nucléosomes, nous avons utilisé des fragments de mono- et di-nucléosomes isolés à faible concentration en MNase dans les cellules S2. Les fragments de mononucléosomes correspondent à des nucléosomes accessibles à la MNase qui sont facilement libérés de la chromatine, tandis que les di-nucléosomes et les fragments plus longs contiennent des nucléosomes de régions plus inaccessibles à la MNase. Nous notons que des fragments d'ADN correspondant à plus de deux nucléosomes (et donc liés à des régions de chromatine inaccessibles) n'ont pas été séquencés (Figure supplémentaire S4A). Néanmoins, notre analyse va au-delà d'une approche standard d'identification des mononucléosomes à haute concentration en MNase, fournissant une image plus complète de Drosophile chromatine.

Remarquablement, nous constatons que les nucléosomes qui étaient sensibles à la MNase lorsque les cellules étaient cultivées et récoltées à 27 °C deviennent résistants à la MNase lorsque la température est abaissée à 18 °C (figure 2). Étant donné que ce changement de température est trop faible pour affecter de manière significative l'échelle des fluctuations thermiques, nous émettons l'hypothèse que la perte observée d'accessibilité de l'ADN à la MNase est due à des changements dans la structure de la chromatine d'ordre supérieur plutôt qu'à la dynamique thermiquement activée des nucléosomes individuels. Ceci est cohérent avec notre observation selon laquelle les régions de chromatine ouverte et fermée sont respectivement enrichies en nucléosomes sensibles à la MNase et résistants à la MNase (Figure 4). Il est également possible que l'abaissement de la température modifie l'activité enzymatique des remodeleurs de la chromatine, empêchant la translocation, le déploiement et l'échange d'histones des nucléosomes et rendant les nucléosomes moins sensibles à la digestion par les nucléases.

Le tri des gènes par niveaux d'expression révèle une bimodalité frappante dans l'organisation des nucléosomes autour du TSS : dans les gènes actifs, nous observons des réseaux phasés de nucléosomes bien positionnés, tandis que dans les gènes silencieux, le phasage par rapport au TSS est perdu (Figure 1, Figure supplémentaire S6). Cette observation est cohérente avec l'idée que les réseaux de nucléosomes à proximité des gènes actifs sont ancrés par des interactions avec des facteurs régulateurs et des composants de la machinerie transcriptionnelle (28). En revanche, les nucléosomes dans les gènes silencieux sont positionnés principalement par la spécificité intrinsèque de la séquence des interactions histone-ADN. La gamme d'énergies de formation de nucléosomes spécifiques à la séquence observée avec l'ADN génomique est probablement trop petite pour fournir un phasage fort des réseaux de nucléosomes, ce qui entraîne un fluide nucléosomique plutôt qu'un réseau cristallin de nucléosomes bien positionnés (60). Il est intéressant de noter que les nucléosomes sont également fortement phasés à proximité de la DHS (dont certains sont éloignés de toute région codante) (Figure 5). Ce phasage résulte probablement d'interactions entre les nucléosomes et les facteurs liés aux sites hypersensibles, qui peuvent créer des barrières et des puits potentiels sur le paysage d'énergie libre des nucléosomes par des contacts favorables avec les nucléosomes et l'exclusion stérique (24, 58).

Ces observations ont été utilisées pour construire un modèle biophysique de distribution des nucléosomes dans les régions géniques, dans lequel le nucléosome +1 immédiatement en aval du TSS est positionné par le biais d'interactions avec des remodeleurs de la chromatine médiés par des composants de la machinerie transcriptionnelle dans les gènes actifs (Figure 6). Les autres nucléosomes sont ensuite positionnés par exclusion stérique, avec des effets séquence-dépendants et un remodelage actif apportant des raffinements supplémentaires ( 24, 47, 48, 50, 70). Dans les gènes silencieux, le positionnement dépendant de la séquence et le remodelage actif sont incapables de déphaser les nucléosomes en l'absence d'ancrage nucléosome +1, qui sert à nucléer le réseau. Dans l'ensemble, notre modèle réussit à reproduire les schémas d'occupation des nucléosomes dans les gènes actifs et silencieux.

Fait intéressant, le nucléosome +1, qui dans notre cadre ancre l'ensemble du réseau, présente également les taux de renouvellement d'histones les plus élevés (Figure supplémentaire S7). Les taux d'échange d'histones et la sensibilité à la MNase au niveau du nucléosome +1 sont en corrélation avec l'occupation de l'ARN Pol II à proximité du TSS. Ainsi, il apparaît que la présence d'ARN polymérase stabilise à la fois le nucléosome +1, définissant précisément sa position à un degré impossible à atteindre avec la séquence d'ADN seule, et augmente en même temps ses taux d'échange d'histones. Ce dernier nécessite un mécanisme de remodelage actif puisque l'échange d'histones activé thermiquement devrait être entravé si le nucléosome est stabilisé par des interactions avec des facteurs externes tels que Pol II.


Contenu

Structure de la particule centrale Modifier

Aperçu Modifier

Des études structurelles pionnières menées dans les années 1980 par le groupe d'Aaron Klug ont fourni la première preuve qu'un octamère de protéines histones enroule l'ADN autour de lui en environ 1,7 tour d'une superhélice gauche. [18] En 1997, la première structure cristalline à résolution atomique proche du nucléosome a été résolue par le groupe de Richmond, montrant les détails les plus importants de la particule. L'ADN palindromique du satellite alpha humain essentiel à la réalisation de la structure cristalline du nucléosome de 1997 a été développé par le groupe Bunick au Oak Ridge National Laboratory dans le Tennessee. [19] [20] [21] [22] [23] Les structures de plus de 20 particules de noyau de nucléosome différentes ont été résolues à ce jour, [24] y compris celles contenant des variantes d'histones et des histones de différentes espèces. La structure de la particule centrale du nucléosome est remarquablement conservée, et même un changement de plus de 100 résidus entre les histones de grenouille et de levure donne des cartes de densité électronique avec un écart quadratique moyen global de seulement 1,6 Å. [25]

La particule centrale du nucléosome (NCP) Modifier

La particule centrale du nucléosome (illustrée sur la figure) se compose d'environ 146 paires de bases d'ADN [10] enveloppées dans 1,67 tours superhélicoïdaux gauchers autour de l'octamère d'histone, composé de 2 copies chacune des histones centrales H2A, H2B, H3 et H4. Les nucléosomes adjacents sont reliés par un tronçon d'ADN libre appelé ADN de liaison (qui varie de 10 à 80 pb de longueur selon l'espèce et le type de tissu [17]). L'ensemble de la structure génère un cylindre de 11 nm de diamètre et d'une hauteur de 5,5 nm .

Des particules de noyau de nucléosome sont observées lorsque la chromatine en interphase est traitée pour provoquer le déploiement partiel de la chromatine. L'image résultante, via un microscope électronique, est "des perles sur une ficelle". La chaîne est l'ADN, tandis que chaque perle du nucléosome est une particule centrale. La particule centrale du nucléosome est composée d'ADN et de protéines histones. [29]

La digestion partielle de la chromatine par la DNAse révèle sa structure nucléosomique. Parce que les portions d'ADN des particules centrales du nucléosome sont moins accessibles pour la DNAse que les sections de liaison, l'ADN est digéré en fragments de longueurs égales à la multiplicité de la distance entre les nucléosomes (180, 360, 540 paires de bases, etc.). Par conséquent, un motif très caractéristique similaire à une échelle est visible lors de l'électrophorèse sur gel de cet ADN. [26] Une telle digestion peut se produire également dans des conditions naturelles pendant l'apoptose ("suicide cellulaire" ou mort cellulaire programmée), car l'autodestruction de l'ADN est généralement son rôle.

Interactions protéiques au sein du nucléosome Modifier

Les protéines histones centrales contiennent un motif structurel caractéristique appelé "pli d'histone", qui se compose de trois hélices alpha (α1-3) séparées par deux boucles (L1-2). En solution, les histones forment des hétérodimères H2A-H2B et des hétérotétramères H3-H4. Les histones se dimérisent autour de leurs longues hélices α2 dans une orientation antiparallèle et, dans le cas de H3 et H4, deux de ces dimères forment un faisceau à 4 hélices stabilisé par une interaction étendue H3-H3'. Le dimère H2A/H2B se lie au tétramère H3/H4 en raison des interactions entre H4 et H2B, qui incluent la formation d'un amas hydrophobe. [11] L'octamère d'histone est formé par un tétramère central H3/H4 pris en sandwich entre deux dimères H2A/H2B. En raison de la charge hautement basique des quatre histones centrales, l'octamère d'histone n'est stable qu'en présence d'ADN ou de concentrations de sel très élevées.

Interactions Histone - ADN Modifier

Le nucléosome contient plus de 120 interactions directes protéine-ADN et plusieurs centaines d'interactions médiées par l'eau. [30] Les interactions directes protéine-ADN ne sont pas réparties uniformément sur la surface de l'octamère, mais plutôt localisées sur des sites discrets. Ceux-ci sont dus à la formation de deux types de sites de liaison à l'ADN au sein de l'octamère, le site α1α1, qui utilise l'hélice 1 de deux histones adjacentes, et le site L1L2 formé par les boucles L1 et L2. Les liaisons salines et les liaisons hydrogène entre les groupes basiques et hydroxyles de la chaîne latérale et les amides de la chaîne principale avec les phosphates du squelette de l'ADN forment la majeure partie des interactions avec l'ADN. Ceci est important, étant donné que la distribution omniprésente des nucléosomes le long des génomes exige qu'il s'agisse d'un facteur de liaison à l'ADN non spécifique à la séquence. Bien que les nucléosomes aient tendance à préférer certaines séquences d'ADN à d'autres, [31] ils sont capables de se lier pratiquement à n'importe quelle séquence, ce qui serait dû à la flexibilité dans la formation de ces interactions médiées par l'eau. De plus, des interactions non polaires sont faites entre les chaînes latérales des protéines et les groupes désoxyribose, et une chaîne latérale d'arginine s'intercale dans le petit sillon de l'ADN sur les 14 sites où elle fait face à la surface de l'octamère. La distribution et la force des sites de liaison à l'ADN autour de la surface de l'octamère déforment l'ADN dans le noyau du nucléosome. L'ADN est courbé de manière non uniforme et contient également des défauts de torsion. La torsion de l'ADN de forme B libre en solution est de 10,5 pb par tour. Cependant, la torsion globale de l'ADN nucléosomique n'est que de 10,2 pb par tour, variant d'une valeur de 9,4 à 10,9 pb par tour.

Domaines de queue d'Histone Modifier

Les extensions de queue d'histone constituent jusqu'à 30% en masse d'histones, mais ne sont pas visibles dans les structures cristallines des nucléosomes en raison de leur grande flexibilité intrinsèque, et ont été considérées comme largement non structurées. [32] Les queues N-terminales des histones H3 et H2B traversent un canal formé par les rainures mineures des deux brins d'ADN, dépassant de l'ADN toutes les 20 pb. La queue N-terminale de l'histone H4, d'autre part, a une région d'acides aminés hautement basiques (16-25), qui, dans la structure cristalline, forme une interaction avec la région de surface hautement acide d'un dimère H2A-H2B d'un autre nucléosome, étant potentiellement pertinent pour la structure d'ordre supérieur des nucléosomes. On pense que cette interaction se produit également dans des conditions physiologiques et suggère que l'acétylation de la queue H4 déforme la structure d'ordre supérieur de la chromatine.

Structure d'ordre supérieur Modifier

L'organisation de l'ADN réalisée par le nucléosome ne permet pas d'expliquer pleinement l'encapsidation de l'ADN observée dans le noyau cellulaire. Un compactage supplémentaire de la chromatine dans le noyau cellulaire est nécessaire, mais il n'est pas encore bien compris. La compréhension actuelle [24] est que les nucléosomes répétés avec l'ADN "linker" intermédiaire forment un 10-nm-fibre, décrits comme des "perles sur une ficelle", et ont un rapport d'emballage d'environ cinq à dix. [17] Une chaîne de nucléosomes peut être arrangée dans un fibre 30 nm, une structure compactée avec un rapport de tassement de

50 [17] et dont la formation est dépendante de la présence de l'histone H1.

Une structure cristalline d'un tétranucléosome a été présentée et utilisée pour construire une structure proposée de la fibre de 30 nm sous la forme d'une hélice à deux départs. [33] Il existe encore un certain nombre de controverses concernant ce modèle, car il est incompatible avec les données récentes de microscopie électronique. [34] Au-delà de cela, la structure de la chromatine est mal comprise, mais il est classiquement suggéré que la fibre de 30 nm est disposée en boucles le long d'un échafaudage protéique central pour former de l'euchromatine transcriptionnellement active. Un compactage supplémentaire conduit à une hétérochromatine transcriptionnellement inactive.

Bien que le nucléosome soit un complexe protéine-ADN très stable, il n'est pas statique et il a été démontré qu'il subit un certain nombre de réarrangements structurels différents, notamment le glissement du nucléosome et l'exposition au site de l'ADN. Selon le contexte, les nucléosomes peuvent inhiber ou faciliter la liaison aux facteurs de transcription. Les positions des nucléosomes sont contrôlées par trois contributions majeures : Premièrement, l'affinité de liaison intrinsèque de l'octamère d'histone dépend de la séquence d'ADN. Deuxièmement, le nucléosome peut être déplacé ou recruté par la liaison compétitive ou coopérative d'autres facteurs protéiques. Troisièmement, le nucléosome peut être activement transloqué par des complexes de remodelage ATP-dépendants. [35]

Glissement du nucléosome Modifier

Les travaux réalisés au laboratoire de Bradbury ont montré que les nucléosomes reconstitués sur la séquence de positionnement de l'ADN 5S étaient capables de se repositionner traductionnellement sur des séquences adjacentes lorsqu'ils étaient incubés thermiquement. [36] Des travaux ultérieurs ont montré que ce repositionnement ne nécessitait pas de perturbation de l'octamère d'histone mais était cohérent avec le fait que les nucléosomes pouvaient "glisser" le long de l'ADN en cis. En 2008, il a en outre été révélé que les sites de liaison CTCF agissent comme des ancres de positionnement des nucléosomes de sorte que, lorsqu'ils sont utilisés pour aligner divers signaux génomiques, plusieurs nucléosomes flanquants peuvent être facilement identifiés. [37] Bien que les nucléosomes soient intrinsèquement mobiles, les eucaryotes ont développé une grande famille d'enzymes de remodelage de la chromatine dépendantes de l'ATP pour modifier la structure de la chromatine, dont beaucoup le font via le glissement des nucléosomes. En 2012, le laboratoire de Beena Pillai a démontré que le glissement des nucléosomes est l'un des mécanismes possibles pour l'expression à grande échelle de gènes spécifiques aux tissus. Le travail montre que le site de démarrage de la transcription pour les gènes exprimés dans un tissu particulier est appauvri en nucléosomes tandis que le même ensemble de gènes dans d'autres tissus où ils ne sont pas exprimés sont liés aux nucléosomes. [13]

Exposition de sites d'ADN Modifier

Les travaux du laboratoire Widom ont montré que l'ADN nucléosomique est en équilibre entre un état emballé et un état non emballé. Les mesures de ces taux à l'aide du FRET à résolution temporelle ont révélé que l'ADN dans le nucléosome reste entièrement enveloppé pendant seulement 250 ms avant d'être déballé pendant 10 à 50 ms, puis rapidement réemballé. [38] Cela implique que l'ADN n'a pas besoin d'être activement dissocié du nucléosome mais qu'il y a une fraction de temps significative pendant laquelle il est pleinement accessible. En effet, cela peut être étendu à l'observation que l'introduction d'une séquence de liaison à l'ADN au sein du nucléosome augmente l'accessibilité des régions adjacentes de l'ADN lorsqu'il est lié. [39] Cette propension de l'ADN dans le nucléosome à « respirer » a des conséquences fonctionnelles importantes pour toutes les protéines de liaison à l'ADN qui opèrent dans un environnement de chromatine. [38] En particulier, la respiration dynamique des nucléosomes joue un rôle important dans la restriction de l'avancement de l'ARN polymérase II pendant l'élongation de la transcription. [40]

Région sans nucléosome Modifier

Les promoteurs de gènes actifs ont des régions libres de nucléosomes (NFR). Cela permet l'accessibilité de l'ADN du promoteur à diverses protéines, telles que les facteurs de transcription. La région sans nucléosome s'étend généralement sur 200 nucléotides dans S. cerevisae [41] Les nucléosomes bien placés forment les limites du NFR. Ces nucléosomes sont appelés nucléosome +1 et nucléosome -1 et sont situés respectivement à des distances canoniques en aval et en amont du site de début de la transcription. [42] +1-nucléosome et plusieurs nucléosomes en aval ont également tendance à incorporer la variante d'histone H2A.Z. [42]

Les génomes eucaryotes sont associés de manière ubiquitaire à la chromatine, cependant, les cellules doivent réguler spatialement et temporellement des loci spécifiques indépendamment de la chromatine en vrac. Afin d'atteindre le niveau élevé de contrôle requis pour coordonner les processus nucléaires tels que la réplication, la réparation et la transcription de l'ADN, les cellules ont développé une variété de moyens pour moduler localement et spécifiquement la structure et la fonction de la chromatine. This can involve covalent modification of histones, the incorporation of histone variants, and non-covalent remodelling by ATP-dependent remodeling enzymes.

Histone post-translational modifications Edit

Since they were discovered in the mid-1960s, histone modifications have been predicted to affect transcription. [43] The fact that most of the early post-translational modifications found were concentrated within the tail extensions that protrude from the nucleosome core lead to two main theories regarding the mechanism of histone modification. The first of the theories suggested that they may affect electrostatic interactions between the histone tails and DNA to "loosen" chromatin structure. Later it was proposed that combinations of these modifications may create binding epitopes with which to recruit other proteins. [44] Recently, given that more modifications have been found in the structured regions of histones, it has been put forward that these modifications may affect histone-DNA [45] and histone-histone [46] interactions within the nucleosome core. Modifications (such as acetylation or phosphorylation) that lower the charge of the globular histone core are predicted to "loosen" core-DNA association the strength of the effect depends on location of the modification within the core. [47] Some modifications have been shown to be correlated with gene silencing others seem to be correlated with gene activation. Common modifications include acetylation, methylation, or ubiquitination of lysine methylation of arginine and phosphorylation of serine. The information stored in this way is considered epigenetic, since it is not encoded in the DNA but is still inherited to daughter cells. The maintenance of a repressed or activated status of a gene is often necessary for cellular differentiation. [17]

Histone variants Edit

Although histones are remarkably conserved throughout evolution, several variant forms have been identified. This diversification of histone function is restricted to H2A and H3, with H2B and H4 being mostly invariant. H2A can be replaced by H2AZ (which leads to reduced nucleosome stability) or H2AX (which is associated with DNA repair and T cell differentiation), whereas the inactive X chromosomes in mammals are enriched in macroH2A. H3 can be replaced by H3.3 (which correlates with activate genes and regulatory elements) and in centromeres H3 is replaced by CENPA. [17]

ATP-dependent nucleosome remodeling Edit

A number of distinct reactions are associated with the term ATP-dependent chromatin remodeling. Remodeling enzymes have been shown to slide nucleosomes along DNA, [48] disrupt histone-DNA contacts to the extent of destabilizing the H2A/H2B dimer [49] [50] and to generate negative superhelical torsion in DNA and chromatin. [51] Recently, the Swr1 remodeling enzyme has been shown to introduce the variant histone H2A.Z into nucleosomes. [52] At present, it is not clear if all of these represent distinct reactions or merely alternative outcomes of a common mechanism. What is shared between all, and indeed the hallmark of ATP-dependent chromatin remodeling, is that they all result in altered DNA accessibility.

Studies looking at gene activation in vivo [53] and, more astonishingly, remodeling in vitro [54] have revealed that chromatin remodeling events and transcription-factor binding are cyclical and periodic in nature. While the consequences of this for the reaction mechanism of chromatin remodeling are not known, the dynamic nature of the system may allow it to respond faster to external stimuli. A recent study indicates that nucleosome positions change significantly during mouse embryonic stem cell development, and these changes are related to binding of developmental transcription factors. [55]

Dynamic nucleosome remodelling across the Yeast genome Edit

Studies in 2007 have catalogued nucleosome positions in yeast and shown that nucleosomes are depleted in promoter regions and origins of replication. [56] [57] [58] About 80% of the yeast genome appears to be covered by nucleosomes [59] and the pattern of nucleosome positioning clearly relates to DNA regions that regulate transcription, regions that are transcribed and regions that initiate DNA replication. [60] Most recently, a new study examined dynamic changes in nucleosome repositioning during a global transcriptional reprogramming event to elucidate the effects on nucleosome displacement during genome-wide transcriptional changes in yeast (Saccharomyces cerevisiae). [61] The results suggested that nucleosomes that were localized to promoter regions are displaced in response to stress (like heat shock). In addition, the removal of nucleosomes usually corresponded to transcriptional activation and the replacement of nucleosomes usually corresponded to transcriptional repression, presumably because transcription factor binding sites became more or less accessible, respectively. In general, only one or two nucleosomes were repositioned at the promoter to effect these transcriptional changes. However, even in chromosomal regions that were not associated with transcriptional changes, nucleosome repositioning was observed, suggesting that the covering and uncovering of transcriptional DNA does not necessarily produce a transcriptional event. After transcription, the rDNA region has to protected from any damage, it suggested HMGB proteins play a major role in protecting the nucleosome free region. [62] [63]

Nucleosomes can be assembled in vitro by either using purified native or recombinant histones. [64] [65] One standard technique of loading the DNA around the histones involves the use of salt dialysis. A reaction consisting of the histone octamers and a naked DNA template can be incubated together at a salt concentration of 2 M. By steadily decreasing the salt concentration, the DNA will equilibrate to a position where it is wrapped around the histone octamers, forming nucleosomes. In appropriate conditions, this reconstitution process allows for the nucleosome positioning affinity of a given sequence to be mapped experimentally. [66]

Disulfide crosslinked nucleosome core particles Edit

A recent advance in the production of nucleosome core particles with enhanced stability involves site-specific disulfide crosslinks. [67] Two different crosslinks can be introduced into the nucleosome core particle. A first one crosslinks the two copies of H2A via an introduced cysteine (N38C) resulting in histone octamer which is stable against H2A/H2B dimer loss during nucleosome reconstitution. A second crosslink can be introduced between the H3 N-terminal histone tail and the nucleosome DNA ends via an incorporated convertible nucleotide. [68] The DNA-histone octamer crosslink stabilizes the nucleosome core particle against DNA dissociation at very low particle concentrations and at elevated salt concentrations.

Nucleosomes are the basic packing unit of DNA built from histone proteins around which DNA is coiled. They serve as a scaffold for formation of higher order chromatin structure as well as for a layer of regulatory control of gene expression. Nucleosomes are quickly assembled onto newly synthesized DNA behind the replication fork.

H3 and H4 Edit

Histones H3 and H4 from disassembled old nucleosomes are kept in the vicinity and randomly distributed on the newly synthesized DNA. [69] They are assembled by the chromatin assembly factor-1 (CAF-1) complex, which consists of three subunits (p150, p60, and p48). [70] Newly synthesized H3 and H4 are assembled by the replication coupling assembly factor (RCAF). RCAF contains the subunit Asf1, which binds to newly synthesized H3 and H4 proteins. [71] The old H3 and H4 proteins retain their chemical modifications which contributes to the passing down of the epigenetic signature. The newly synthesized H3 and H4 proteins are gradually acetylated at different lysine residues as part of the chromatin maturation process. [72] It is also thought that the old H3 and H4 proteins in the new nucleosomes recruit histone modifying enzymes that mark the new histones, contributing to epigenetic memory.

H2A and H2B Edit

In contrast to old H3 and H4, the old H2A and H2B histone proteins are released and degraded therefore, newly assembled H2A and H2B proteins are incorporated into new nucleosomes. [73] H2A and H2B are assembled into dimers which are then loaded onto nucleosomes by the nucleosome assembly protein-1 (NAP-1) which also assists with nucleosome sliding. [74] The nucleosomes are also spaced by ATP-dependent nucleosome-remodeling complexes containing enzymes such as Isw1 Ino80, and Chd1, and subsequently assembled into higher order structure. [75] [76]

The crystal structure of the nucleosome core particle ( PDB: 1EQZ ​ [27] [28] ) - different views showing details of histone folding and organization. Histones H2A , H2B , H3 , H4 and DNA are coloured.


Renseignements à l'appui

S1 Fig. Comparison of in vivo nucleosome occupancy in a few datasets.

UNE) Histograms of nucleosome occupancy: Lee et al. [6], Kaplan et al. [3], Mavrich et al. [29], and Oberbeckmann et al. [31]. B) Heatmap of the root-mean-square-deviation (RMSD) between different datasets. C) Composite plot of the average nucleosome occupancy near transcription start sites (TSSs, left) or transcription termination sites (TTSs, right).

S2 Fig. Locating and annotating NDR.

UNE) A snapshot of Lee et al. occupancy data [6] showing three examples of potential NDRs: (a), (b), and (c). The occupancy data is discretized using horizontal lines at 80%, 73.2%, 66.4%, etc. with a constant step size of 6.78%. B) Zoom-in views of the annotated NDRs, (a)–(c), in A. “dx” is the distance between a cut-point at 80% line and the lowest crossing points. "je” is the distance between cross points with the 73.2% line. The occupancy was modified so that the occupancies between the lowest cross points are set to 0. The size of NDR is indicated by the red lines (length crossed at the 66.4% line). C) A histogram of dx. For NDR annotation, we require dx to be less than 100bp. RÉ) Modified occupancy in an example region with the sharp downward spikes to 0 occupancy representing NDRs. The original data is shown in blue. The different asterisk points represent locations of annotated NDRs from previous studies: Chereji et al. [44], Yadon et al. [59], and Jiang & Pugh [64]. E) A table showing the number of overlapping NDRs between our annotation and those from Chereji et al. and Yadon et al.

S3 Fig. TF cluster distribution, density, and composition.

UNE) TF cluster density in hit-, missed-, and non-NDRs with different number of TFs taken into consideration (maximum distance between TFs in a cluster, dx, is 12bp). B) Histograms for the number of TFs in a cluster (left) and the size of TF clusters (right) with dx = 147bp. C) TF cluster density in hit-, missed-, and non-NDRs with dx = 147bp. RÉ) Occurrence frequency for Top30 TF motifs in hit-, missed-, and non-NDRs.

S4 Fig.

Heatmap of the occupancy of the top 30 TFs and the five PolyA factors near TSSs (top), within gene bodies (center), and near TTSs (bottom). We have listed all 5542 genes with the exact TSS and TTS coordinates, and corresponding values can be found in S1, S2 and S3 Tables. The gene indices and annotations are adapted from ref. [44].

S5 Fig. Change in nucleosome occupancy at TSSs upon Rsc3 and/or PolyA/T deletion.

UNE) The format of the figure is the same as the main Fig 6 except that we either eliminated Rsc3 (la gauche), or Rsc3 and PolyA/T (milieu), or Rsc3 and remodeling effect (droit) in the model. B) Pearson correlation coefficient, R, between experimental [49] and simulated nucleosome occupancy change. Note that the correlation is higher when only Rsc3 is deleted.

S6 Fig. Heatmap of the occupancy of the top 30 TFs and the five PolyA factors on the ré. hansenii YAC introduced into S. cerevisiae.

The top panel shows the occupancy near the TSSs of the 154 genes in the YAC [50] the lower panel shows the occupancy in fortuitous NDRs generated in the gene body.

S7 Fig. Comparison with other models using Oberbeckmann et al. dataset as the reference.

Model performance measured by ??N, RMSD, PNDR, and AUC are compared among different models: N2, Nupop, Dnabend, Segal, Ozonov, and our own model.

S8 Fig. NDR prediction for various annotated NDRs.

UNE) NDR Prediction of our model in comparison to various annotated NDRs. The NDRs of Chereji [44] and Yadon [59] are same as in S2E Fig, except this time if the size between the centers of consecutive NDRs is less than 125 bp, they are merged as a single NDR. Oberbeckmann’s [31] NDRs are annotated using the same scheme as Lee’s [6] NDRs (see Materials and Methods). The lists of NDRs and their coordinates for Lee and Oberbeckmann are given in S5 and S6 Tables, respectively. B) NDR Prediction of our model for common NDRs in multiple datasets.


Remerciements

We thank Alain Arneodo for providing the sequence-based algorithm to compute histone binding energies and nucleosome occupancy (28) and Stephan Schiffels for kindly making his Wright–Fisher evolution model algorithm available. We also are grateful for stimulating discussions with Ville Mustonen. This work was supported by Deutsche Forschungsgemeinschaft Grant SFB 680, by German Federal Ministry of Education and Research Grant 0315893-Sybacol, and in part by the National Science Foundation (NSF) under Grant NSF PHY05-51164 during a visit to the Kavli Institute for Theoretical Physics (Santa Barbara, CA).