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4.7 : Traduction de l'ARN en protéine - Biologie

4.7 : Traduction de l'ARN en protéine - Biologie


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ARN aux protéines. Comment?

Vous devez traduire. Passer d'une langue à une autre. De l'espagnol à l'anglais, du français à l'allemand ou des nucléotides aux acides aminés. De quel type est la traduction de la biologie moléculaire ? De toute évidence, le type de traduction discuté ici traduit du langage des nucléotides au langage des acides aminés.

Traduction

Traduction est la deuxième partie du dogme central de la biologie moléculaire : ARN → Protéine. C'est le processus par lequel le code génétique dans ARNm est lu, un codons à la fois, pour faire une protéine. Chiffre ci-dessous montre comment cela se produit. Une fois que l'ARNm quitte le noyau, il se déplace vers un ribosome, Ce qui consiste en ARNr et les protéines. Le ribosome lit la séquence des codons dans l'ARNm. Molécules de ARNt apporter les acides aminés au ribosome dans le bon ordre.

La traduction des codons de l'ARNm en une chaîne d'acides aminés se produit au niveau d'un ribosome. Remarquez la chaîne croissante d'acides aminés attachée aux ARNt et au ribosome. Trouvez les différents types d'ARN dans le diagramme. Quels sont leurs rôles dans la traduction ?

Pour comprendre le rôle de l'ARNt, vous devez en savoir plus sur sa structure. Chaque molécule d'ARNt a un anticodon pour l'acide aminé qu'il transporte. Un anticodon est une séquence de 3 bases et est complémentaire du codon d'un acide aminé. Par exemple, l'acide aminé lysine a le codon AAG, donc l'anticodon est UUC. Par conséquent, la lysine serait portée par une molécule d'ARNt avec l'anticodon UUC. Partout où le codon AAG apparaît dans l'ARNm, un anticodon UUC sur un ARNt se lie temporairement au codon. Alors qu'il est lié à l'ARNm, l'ARNt cède son acide aminé. Des liaisons se forment entre les acides aminés adjacents lorsqu'ils sont amenés un par un au ribosome, formant un polypeptide chaîne. La chaîne d'acides aminés continue de croître jusqu'à ce qu'un codon stop soit atteint. Pour voir comment cela se produit, cliquez sur le lien ci-dessous.http://www.youtube.com/watch?v=B6O6uRb1D38 (1:29)

La structure de l'ARNt est un aspect très important de son rôle. Bien que la molécule se replie en un trèfle à 3 feuilles structure, notez le bras anticodon dans le segment inférieur de la molécule, avec l'acide aminé attaché à l'extrémité opposée de la molécule (tige accepteur). C'est l'anticodon qui détermine à quel codon de l'ARNm l'ARNt se liera.

Une fois qu'une chaîne polypeptidique est synthétisée, elle peut subir des processus supplémentaires. Par exemple, il peut prendre une forme pliée en raison des interactions entre ses acides aminés. Il peut également se lier à d'autres polypeptides ou à différents types de molécules, tels que des lipides ou des glucides. De nombreuses protéines se déplacent vers l'appareil de Golgi pour être modifiées pour le travail spécifique qu'elles effectueront. Vous pouvez voir comment cela se produit en regardant l'animation sur ce lien : http://vcell.ndsu.edu/animations/proteinmodification/movie-flash.htm.

Sommaire

  • La traduction est la ARN → Protéine partie du dogme central.
  • La traduction se produit au niveau d'un ribosome.
  • Pendant la traduction, une protéine est synthétisée en utilisant les codons de l'ARNm comme guide.
  • Les trois types d'ARN jouent un rôle dans la traduction.

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Utilisez cette ressource pour répondre aux questions qui suivent.

  • http://www.hippocampus.org/Biologie → Biologie non majeure → Recherche : Traduction
  1. En plus de l'ARNm, la traduction a besoin de quels trois composants ?
  2. Décrire la structure d'un ribosome.
  3. Décrire la structure et le rôle d'une molécule d'ARNt.
  4. Définir codon et anticodon.
  5. Comment se produit la résiliation ?

Revoir

  1. Décrivez les étapes de la traduction.
  2. Discutez de la structure d'une molécule d'ARNt et de son rôle dans la traduction.
  3. Comment la transcription et la traduction sont-elles liées au dogme central de la biologie moléculaire ?

4.7 : Traduction de l'ARN en protéine - Biologie

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Traduction (Avancé)

La molécule jaune est l'ARN messager (ARNm) elle quitte le noyau au niveau du ribosome, l'ARN ribosomique (ARNr) se lie à l'ARN de transfert ARN ou ARNt (en vert) peut lire le code à trois lettres sur l'ARNm ou le codon chaque codon code pour un acide animique (molécule rouge attachée à l'ARNt) la séquence de codons sur l'ARNm détermine la séquence d'acides aminés dans la protéine, qui à son tour détermine la structure et la fonction de la protéine.

Durée : 3 minutes, 3 secondes

Le travail de cet ARNm est de transporter le message des gènes de l'ADN hors du noyau vers un ribosome pour la production de la protéine particulière pour laquelle ce gène code. Il peut y avoir plusieurs millions de ribosomes dans une cellule eucaryote typique. Ces machines catalytiques complexes utilisent la copie de l'ARNm de l'information génétique pour assembler des types de construction d'acides aminés en protéines tridimensionnelles essentielles à la vie. Voyons voir comment ça fonctionne. Le ribosome est composé d'une grande et d'une petite sous-unité qui s'assemblent autour de l'ARN messager, qui traverse ensuite le ribosome comme une bande informatique. Les éléments constitutifs des acides aminés (c'est-à-dire les petites molécules rouges brillantes) sont transportés dans le ribosome attaché à des ARN de transfert spécifiques. Ce sont les plus grosses molécules vertes, également appelées ARNt. La petite sous-unité du ribosome positionne l'ARNm de manière à ce qu'il puisse être lu en groupes de trois lettres appelés codon. Chaque codon de l'ARNm correspond à un anti-codon correspondant sur la base d'une molécule d'ARN de transfert. La plus grande sous-unité du ribosome élimine chaque acide aminé et le joint à la chaîne protéique en croissance. Lorsque l'ARNm passe à travers le ribosome, la séquence d'ARNm est traduite en une séquence d'acides aminés. Il y a trois emplacements à l'intérieur du ribosome, désignés le site A, le site P et le site E. L'ajout de chaque acide aminé est un cycle en trois étapes : d'abord, l'ARNt pénètre dans le ribosome au site A et est testé pour une correspondance codon/anti-codon avec l'ARNm. Ensuite, à condition qu'il y ait une correspondance correcte, l'ARNt est déplacé vers le site P et l'acide aminé qu'il porte est ajouté à la fin de la chaîne d'acides aminés. L'ARNm est également encliqueté sur trois nucléotides ou un codon. Troisièmement, l'ARNt épuisé est déplacé vers le site E puis éjecté du ribosome pour être recyclé. Au fur et à mesure que la synthèse des protéines progresse, la chaîne finie émerge du ribosome. Il se replie en une forme précise, déterminée par l'ordre exact des acides aminés. Ainsi, le dogme central explique comment le code ADN à quatre lettres est - littéralement - transformé en chair et en sang.

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Aperçu de la conférence

Le contrôle translationnel est un centre d'attention majeur qui s'étend à de nombreux domaines, notamment la biologie du développement, la neurobiologie, la physiologie cellulaire, les maladies, la biologie synthétique et la biologie des systèmes, entre autres. En plus de la traduction de l'ARN messager, la conférence présentera des avancées dans les domaines de l'épitranscriptomique et des ARN non codants qui influencent le processus de traduction. Les technologies à haut débit riches en données et les avancées structurelles seront également essentielles, car elles font avancer le domaine d'une manière impensable il y a quelques années à peine, et contribuent à créer une vision de la traduction « des systèmes ».

Avec l'appréciation croissante de l'intégration entre les différentes étapes de l'expression des gènes, la conférence explorera les liens entre la traduction, le renouvellement de l'ARNm, la désintégration à médiation non-sens, la localisation de l'ARN, l'épissage, etc. concept sont en train d'être démêlés, ce qui augmente le potentiel de réglementation. Ces alternatives seront présentées, ainsi que le rôle de la régulation translationnelle dans des maladies aussi diverses que le cancer, les troubles neurologiques ou les maladies infectieuses.


Rôle de l'ARN dans la synthèse des protéines

Dans toutes les cellules vivantes, le processus de traduction des informations génétiques de l'ADN en protéines qui effectuent la plupart du travail dans une cellule est effectué par des machines moléculaires constituées d'une combinaison d'ARN et de protéines. Étonnamment, c'est l'ARN, et non la protéine, qui fait le travail critique dans cette machine à fabriquer des protéines, qui s'appelle le ribosome. La forme de base et le noyau fonctionnel du ribosome sont formés par l'ARN. L'ARN s'est maintenu pendant plus d'un milliard d'années d'évolution : l'ARN ribosomique chez les bactéries et les humains est remarquablement similaire. Un deuxième type d'ARN, appelé ARN messager ou ARNm, déplace l'information génétique de l'ADN vers le ribosome. L'ARN messager fournit au ribosome les plans de construction des protéines. Les acides aminés sont les éléments constitutifs des protéines. Chaque acide aminé d'une protéine est délivré au ribosome par un autre type d'ARN : l'ARN de transfert (ARNt). Le ribosome utilise les informations contenues dans l'ARN messager pour lier ensemble les acides aminés liés à l'ARN de transfert dans le bon ordre pour fabriquer chaque type différent de protéine dans la cellule : les cellules humaines fabriquent près de 100 000 types différents de protéines, chacune avec son propre ARN messager unique. séquence.

Le rôle central de l'ARN dans la synthèse des protéines est illustré par le fait que de nombreux antibiotiques utilisés pour lutter contre les infections se lient à l'ARN ribosomique des bactéries et bloquent la production de protéines cellulaires. Cela empêche les bactéries de se développer. Des erreurs dans la production ou la séquence des composants de l'ARN de la machinerie de synthèse des protéines peuvent également provoquer des maladies chez l'homme, notamment l'anémie de Diamond Blackfan, causée par un défaut de production de ribosome, la dyskératose congénitale, causée par un défaut de la structure de l'ARN ribosomique, et certaines formes de diabète, de myopathies et d'encéphalopathies dues à des mutations de l'ARN de transfert.

Ceci est une page officielle de la faculté de médecine de l'Université du Massachusetts

RNA Therapeutics Institute (RTI) et taureau 368 Plantation St Worcester, Massachusetts 01605


Méthodes centrées sur l'ARN

Les méthodes centrées sur les protéines sont d'une utilité limitée pour identifier de nouvelles RBP qui interagissent avec un ARN spécifique ou pour la caractérisation de nouvelles classes d'ARNnc pour lesquelles l'identité des protéines de liaison à l'ARN est encore inconnue. Une approche alternative consiste à utiliser une stratégie d'identification des protéines centrée sur l'ARN. L'idée générale est simple : plutôt que d'utiliser un anticorps pour capturer une protéine d'intérêt et séquencer l'ARN associé, ces méthodes purifient un ARN d'intérêt et identifient les complexes protéiques associés, à l'aide de méthodes telles que la SEP. Nous explorerons ci-dessous les différentes variantes de ces méthodes, en nous concentrant sur celles conçues pour identifier de manière exhaustive les nouvelles interactions ARN-protéine.

Méthodes de capture par affinité d'ARN

Une approche générale pour capturer l'ARN consiste à exploiter les interactions naturelles entre l'ARN et la protéine - telles que la protéine d'enveloppe virale du bactériophage MS2, qui se lie étroitement à une structure tige-boucle d'ARN [83]. Dans cette approche, des répétitions de la boucle de tige d'ARN de liaison MS2 sont ajoutées à un ARN d'intérêt et le complexe d'ARN marqué est purifié en couplant la protéine MS2 à un support solide ou à une résine [84-86]. Ces interactions à deux composants peuvent être optimisées pour permettre une affinité et une stabilité accrues [44, 87]. À titre d'exemple, une approche récente utilise une protéine Csy4 modifiée, un composant du système de répétitions palindromes courtes régulièrement espacées en grappes bactériennes (CRISPR), pour générer une étiquette avec une affinité plus élevée que celle qui peut être obtenue pour les étiquettes à ARN traditionnelles, y compris MS2 et PP7 [87]. Alternativement, des aptamères d'ARN conçus artificiellement peuvent être développés et sélectionnés pour se lier à des protéines conjuguées à la résine couramment utilisées [43, 88]. Un exemple en est l'aptamère S1 qui se lie à la streptavidine [89, 90].

Les différences entre ces méthodes peuvent être exploitées en essayant d'éluer leurs complexes ARN-protéine respectifs. En général, les complexes protéiques sont élués d'une résine support par ébullition dans du SDS [87]. Cette approche dissociera le matériau lié de la résine, y compris les complexes liés spécifiquement par l'étiquette et ceux liés de manière non spécifique directement à la résine. Pour plusieurs de ces marqueurs d'affinité, les complexes peuvent être élués plus spécifiquement. Par exemple, dans le cas de l'aptamère S1, la plus faible affinité de l'interaction S1-streptavidine par rapport à l'interaction biotine-streptavidine peut être exploitée pour permettre une élution spécifique de l'ARN par une approche compétitive utilisant de fortes concentrations de biotine [91]. Dans le système CRISPR, en raison de la nature du mutant Csy4 utilisé, on peut spécifiquement cliver le complexe par l'ajout d'imidazole. En effet, la spécificité d'élution augmente considérablement la spécificité des complexes purifiés et peut améliorer la sensibilité de détection [87].

Purification de l'ARN et des complexes protéiques associés

Les approches centrées sur l'ARN peuvent être regroupées dans l'une des deux grandes classes : in vitro et in vivo méthodes de purification (figure 2a). Les in vitro Les approches utilisent généralement un appât à ARN synthétique pour capturer et identifier les protéines à partir d'extraits cellulaires [43, 88, 90]. En revanche, le in vivo les approches capturent les complexes ARN-protéine présents dans la cellule [45, 46, 85, 92]. Tandis que le in vivo Les méthodes préservent le contexte des véritables interactions ARN-protéine, elles sont plus difficiles sur le plan technique, surtout si l'ARN cible est peu abondant dans la cellule.

Méthodes centrées sur l'ARN pour la purification et l'identification des protéines de liaison à l'ARN. (une) Exemples de schémas de purification pour les protéines de liaison à l'ARN utilisant in vitro et in vivo approches. Pour in vitro approches, une construction d'ARN marquée est générée et liée à un support solide. Dans cet exemple, la méthode de marquage d'interaction protéine-ARN MS2 est illustrée avec l'ARN cible (rouge), le motif de liaison MS2 (violet) et la protéine MS2 (gris). Le lysat cellulaire est préparé et les protéines du lysat sont capturées à l'aide de l'ARN marqué in vitro. Pour in vivo approches, l'ARN cible est réticulé à des protéines de liaison à l'ARN interagissant spécifiques dans des cellules vivantes à l'aide d'UV, de formaldéhyde ou d'autres agents de réticulation. Les cellules sont lysées et les complexes ARN-protéine capturés à partir de la solution. Dans les deux scénarios, le complexe est lavé pour éliminer les interactions non spécifiques (protéines vertes). Enfin, les protéines liées sont éluées. (b) La SM est couramment utilisée pour identifier les RBP dans un échantillon purifié. Dans les approches MS non quantitatives, les RBP sont purifiées à partir de matériel cellulaire non marqué en utilisant soit un ARN d'intérêt, soit une construction témoin. Après séparation par électrophorèse sur gel unidimensionnelle, des bandes de protéines spécifiques de l'échantillon sont sélectionnées, excisées et identifiées par analyse MS. Dans les approches quantitatives de la SEP, les protéines sont marquées différemment en fonction de leurs populations cellulaires initiales. Des purifications expérimentales et de contrôle sont effectuées sur ces populations marquées et les RBP purifiées sont regroupées pour créer un seul échantillon. L'analyse MS permet une comparaison directe des peptides marqués, qui peuvent ensuite être quantifiés pour déterminer des protéines spécifiques dans l'échantillon par rapport au contrôle. SILAC, marquage isotopique stable par les acides aminés en culture cellulaire.

Semblable aux méthodes centrées sur les protéines, la purification de l'ARN dans des conditions natives peut conduire à une réassociation ou à la formation d'interactions ARN-protéine non spécifiques en solution. Des études utilisant in vitro les approches ou la réalisation de purifications dans des conditions natives ont généralement trouvé une association entre l'ARN d'intérêt et des protéines très abondantes dans la cellule, telles que les hnRNP [85, 91, 92]. Que ceux-ci représentent de véritables interactions biologiques ou des associations non spécifiques n'est pas clair car seule une poignée d'ARN ont été purifiés à ce jour. Pour résoudre ce problème, une étude récente a utilisé la réticulation UV et des complexes d'ARN purifiés dans des conditions totalement dénaturantes (en utilisant de l'urée 8 M), qui ne captureront que in vivo complexes réticulés [85]. En utilisant cette approche, il y avait des différences claires dans les protéines identifiées après des purifications effectuées dans des conditions natives et dénaturantes. Les protéines de liaison à l'ADN et d'autres protéines de liaison aux acides nucléiques abondantes n'étaient présentes que dans la purification native, mais pas dans la purification dénaturante, suggérant qu'au moins certaines de ces protéines purifiées pourraient être dues à une association non spécifique en solution. D'autres approches utilisent des conditions de lavage strictes et riches en sel pour réduire les interactions non spécifiques lors de la purification du complexe ARN-protéine [45, 93, 94].

Le défi des approches dénaturantes est qu'elles nécessitent la réticulation des complexes dans la cellule, ce qui n'est pas efficace. De plus, plusieurs stratégies de réticulation, telles que la réticulation au formaldéhyde, peuvent présenter des défis techniques supplémentaires associés à l'identification de peptides réticulés par la SEP [95].

Définir les protéines qui s'associent à un ARN

Nous nous concentrerons sur les méthodes MS pour l'identification des protéines de liaison à l'ARN. Il existe deux méthodes principales qui ont été utilisées pour identifier de manière exhaustive ces complexes protéiques par la SEP : la SEP non quantitative et la SEP quantitative (Figure 2b).

Dans les méthodes non quantitatives, les protéines purifiées de l'échantillon d'ARN d'intérêt et un contrôle sont séparées par électrophorèse sur gel et colorées pour la protéine totale. Les bandes de protéines présentes uniquement dans l'échantillon d'intérêt mais pas dans le contrôle sont extraites et les protéines identifiées par MS [84]. Alternativement, le protéome total peut être analysé par MS pour détecter toutes les protéines purifiées dans un échantillon [87, 96]. L'avantage de cette dernière approche est que toutes les protéines peuvent être identifiées dans l'échantillon, y compris celles qui ne sont pas visibles sur le gel. Dans cette approche, le contrôle peut également être analysé pour identifier des protéines non spécifiques pour l'exclusion. Cependant, il est difficile de comparer directement les quantités de protéines identifiées dans l'échantillon et le contrôle, en raison des variations de l'intensité relative des peptides identifiés dans des analyses indépendantes [53].

Pour surmonter cette limitation, on peut utiliser la MS quantitative pour comparer simultanément les protéines dans l'échantillon et le contrôle. Il y a plusieurs façons de le faire (examinées dans [53]). Dans une méthode populaire utilisée pour l'analyse des protéines ARN, les cellules sont marquées métaboliquement pour générer des pools de protéines à marquage différentiel pour l'analyse MS, dans lesquelles les isotopes des protéines sont comparés pour fournir une quantification directe [97]. L'avantage de cette approche est que les rapports de peptides des échantillons expérimentaux et témoins peuvent être directement comparés pour permettre la discrimination des vrais partenaires de liaison des interacteurs non spécifiques. Cette méthode peut expliquer certains des problèmes associés à une association protéique abondante. À titre d'exemple, dans les expériences quantitatives de SEP, la plupart des protéines abondantes, telles que les hnRNP, présentent une abondance égale dans les échantillons expérimentaux et témoins, suggérant que ces interactions ne sont pas spécifiques à l'ARN d'intérêt [91].

Le choix de l'approche MS à utiliser pour l'identification des RBP dépend de la nature de la purification en amont. Lors de l'utilisation d'un protocole où la purification des protéines résultante produit peu de bruit de fond dans l'échantillon de contrôle, une approche non quantitative peut bien fonctionner. Le système CRISPR-Csy4, par exemple, s'est avéré précédemment permettre une très grande stringence et une élution spécifique, et de ce fait, une approche non quantitative a fourni des résultats fiables [87]. De même, lors de l'utilisation d'une réticulation suivie d'une stratégie de purification dénaturante, la SM non quantitative pourrait constituer une bonne approche. En revanche, lors de l'utilisation d'un système avec un bruit de fond plus élevé, une approche MS quantitative peut fournir une capacité accrue à discriminer entre les liants spécifiques et non spécifiques.

Défis analytiques avec l'analyse RBP MS

Il existe plusieurs défis analytiques pour identifier les protéines associées à un ARN par la SEP. Semblable aux méthodes centrées sur les protéines, un grand soin doit être pris pour sélectionner des contrôles négatifs informatifs pour les méthodes centrées sur l'ARN. Les contrôles souvent utilisés comprennent un ARN cellulaire différent [92], des séquences dépourvues de structures de liaison aux protéines connues [85-91], des contrôles tag-only [44], un ARN antisens [71, 98] ou des séquences d'ARN non spécifiques [99 ]. Dans ces cas, toutes les interactions protéiques non spécifiques dues à l'abondance, à la liaison aux acides nucléiques ou au marqueur lui-même doivent être identiques pour l'ARN cible et les contrôles. Cependant, le contrôle négatif idéal n'est pas clairement établi car il peut y avoir certaines caractéristiques spécifiques de l'ARN d'intérêt qui se lient de manière non spécifique à certaines protéines. Dans les cas où la réticulation protéine-ARN est utilisée, le contrôle idéal serait un échantillon non réticulé car il représente la purification identique du même ARN mais sans aucune in vivo complexes réticulés [96]. Cependant, cette approche nécessite l'utilisation de in vivo réticulation suivie d'une purification dénaturante et n'est donc pas applicable à toutes les méthodes de purification. En l'absence de cela, plusieurs contrôles négatifs différents doivent être inclus pour assurer la robustesse des résultats identifiés.

Un défi important dans l'identification des RBP inconnus est la génération de matériel suffisant pour la SEP, en particulier pour les complexes ARN-protéine de faible abondance. Contrairement aux méthodes de séquençage qui permettent l'amplification des acides nucléiques, la quantité de protéine purifiée dans ces expériences ne peut pas être amplifiée. Pour cette raison, les méthodes centrées sur l'ARN ont principalement été appliquées à des ARN très abondants, tels que 7SK [44], snRNP [100], Let-7 [99] et IRES [85]. Plus récemment, ces approches ont été utilisées pour définir des protéines associées à tous les ARNm par des complexes ARN-protéines de réticulation UV, capturer des transcrits polyadénylés à l'aide de billes magnétiques couplées oligo-dT et détecter les protéines associées par MS quantitative [45, 46, 94]. Pourtant, l'application de cette approche pour identifier les partenaires de liaison d'ARNm individuels, d'ARNlnc ou d'autres ARN de faible abondance reste un défi important.


Traduction / Synthèse de protéines

La synthèse des protéines est le processus par lequel les cellules créent des protéines.

Explication:

Il y a deux étapes dans la synthèse des protéines. Ce sont la transcription et la traduction.

Lors de la transcription, l'ARNm (ARN messager) se forme dans le noyau de la cellule. Une fois l'ARNm fabriqué, il quitte le noyau et se dirige vers les ribosomes du cytoplasme, où se produit la traduction. (L'ADN ne quitte jamais le noyau.)

Lors de la traduction, l'ARNm s'attache au ribosome. Ensuite, l'ARNt (ARN de transfert) lit les codons de l'ARNm (un codon est une séquence de trois nucléotides qui codent pour une protéine) et attache les acides aminés en conséquence. Cela continue jusqu'à ce que l'ARNt atteigne un codon d'arrêt.

Réponse:

Les codons sont des mots génétiques de trois lettres : et le langage des gènes utilise 4 lettres (=bases azotées). Il y a donc 64 mots dans le dictionnaire génétique, pour représenter 20 acides aminés que les organismes biologiques utilisent.

Explication:

Et vous devez noter que plus d'un codon peut coder pour le même acide aminé. C'est ce qu'on appelle dégénérescence du code.

Par exemple, trois acides aminés sont codés par l'un des six codons différents, et cela à lui seul utilise 18 des 64 combinaisons.

Trois des codons sont codons d'arrêt.

Ils ne codent pour aucun acide aminé.

Au lieu de cela, ils agissent comme des signaux pour mettre fin au message génétique porté par l'ARN messager.

Le nombre d'acides aminés codés par les codons est

#1 " codon" × couleur(blanc)(l)2 " acides aminés" = couleur(blanc)(ll)2 " codons"#
#2 " codons " × 9 " acides aminés " = 18 " codons " #
#3 " codons" × 1 " acide aminé" = couleur(blanc)(X)3 " codons"#
#4 " codons" × 5 " acides aminés" = 20 " codons"#
#6 " codons" × 3 " acides aminés" = 18 " codons"#
#couleur(blanc)(XXXXXXXXXXXXXXXX)3 "codons d'arrêt"#
#stackrel(—————————————————————————)(couleur(blanc)(XXXXXXXXXl)"TOTAL" = 64 " codons")#

Voici un tableau qui donne les affectations de codons pour les acides aminés.

Réponse:

La traduction se produit lorsque les ribosomes utilisent les informations de l'ARN pour construire des protéines.

Explication:

La traduction est la deuxième phase de la synthèse des protéines. Il suit la transcription, dans laquelle l'information contenue dans l'ADN est « réécrite » en ARNm. Lors de la traduction, l'ARNm s'attache à un ribosome. Les molécules d'ARN de transfert (ARNt) « lisent » ensuite le code d'ARNm et traduisent le message en une séquence d'acides aminés. Tous les trois nucléotides de l'ARNm constituent un codon, qui correspond à un acide aminé dans la protéine résultante. Le ribosome suit l'ARNm jusqu'à ce qu'il atteigne un codon stop, signalant la rupture de l'assemblage de l'ARNm et du ribosome.

Vous trouverez ci-dessous une vidéo Vine en stop-motion qui résume les étapes de la traduction.

La vidéo ci-dessous fournit un résumé de la façon dont les processus de transcription et de traduction se produisent à l'aide du didacticiel Shockwave DNA Workshop de PBS.


4.7 : Traduction de l'ARN en protéine - Biologie

Traduction de l'ARN : l'ARN produit des protéines

En principe:
Traduction de ARN messager ( ARNm ) a lieu le ribosomes ,
qui inclut ARN ribosomique ( ARNr ) ,
avec l'aide de transférer l'ARN ( ARNt )

Structure de l'ARNr et de l'ARNt amp

ribosomique ARN (ARNr)
ARNr + protéine ribosomique ribosomes [iG1 6.09]
Structure de ARNr: tiges et boucles d'ampli [iG1 6.05]
tiges: double brin (ARNdb)
boucles : simple brin (ARNsb)

Structure de ribosomes eucaryotes [ iGen3 06-13 ] [iG1 6.04] [iG1 6.14b ]
Grande sous-unité (LSU) = 60S = 28S ARNr + 5S ARNr + 50 protéines
Petite sous-unité (SSU) = 40S = 18S ARNr + 33 protéines
= 80S monosome

UNE placer (Aminoacyle), site P (Peptidyle), & E site (Sortir) [ iGen3 06-14 ]

ARN de transfert (ARNt)
les adaptateur molécule:

30 ARNt les types
2-dimensionnel modèle 'trèfle' [iG1 6.10 ]
petit : 75

90 noix
tiges & boucles
Boucle D et boucle TC ( = acide pseudo-uridylique)
ARNt caractérisé par 2 o bases modifiées [iG1 6.19 ]
tige amino-accepteur
3' la fin est CACCA - 3'
5' la fin est G - 5'
boucle d'anticodon
spécificité de ARNt déterminé par Séquence de 3 ribonucléotides

3-la structure dimensionnelle est un "L" [iG1 6.12 ]
RÉ- & T C-boucles se replier l'un sur l'autre

ARNt chargé : aminoacyl synthétase(X) forme une liaison ester entre
3'-A de tige amino-accepteur de ARNt(X) & COOH d'acide aminé(X) [ iGen3 06-10 , -11 ]

20 types de synthétase 'reconnaissent' la boucle d'anticodon correcte
isoacceptation :
correspondance en tête à tête entre la synthétase et l'acide aminé
Un « deuxième code génétique » ?

Traduction d'ARN : synthèse de protéines

Un processus en trois étapes (Review )
Ribosomes "lire" ARNm & assembler le polypeptide selon le code génétique
(animation MGA2 en ligne)

(1) Initiation à démarrer le codon ( AOT ) [ iGen3 06-15 ]
SSU se lie à Séquence Shine-Delgarno ( -6 nucs ) [ iGen3 06-16 ]
Complexe d'initiation consiste en ARNm, ribosome, & ARNt
De multiples complexes se forment sur un seul ARNm: polysome ( polyribosome )

ARNt fmet toujours ajouté en premier [ N -formyl-méthionine chez les procaryotes]

Sous forme simplifiée,

5'-AOT-3' codon dans l'ARNm
|||
3'-UAC-5' anticodon dans l'ARNt

5'-CAU-3' si anticodon s'écrit 5' 3'

(2) Élongation : ajout d'acides aminés [ iGen3 06-17, simplifié ] selon Code génétique

Les acides aminés sont liés via liaisons peptidiques (voir section suivante)
Penser à ARNm comme fixe : ribosome se déplace le long de celui-ci 5' 3'
peptidyle (P) site sur 5' finir,
aminoacyle (UNE) site sur 3' finir

premier AOT codon [pour rencontré ] est dans site P
seconde UUC le codon entre Un site
correspondant ARNtph entre dans UNE placer

peptidyle transférase forme une liaison peptidique entre fmet & ph
Acide aminé du site P transféré à l'acide aminé du site A [ iGen3 06-18 ]
ARNtfmet liaison ester rompue, liaison peptidique à l'ARNtph formé
non chargé ARNt libéré de P site (passe à E placer)
l'extrémité aminée de fmet reste inchangée

etc . [animation MGA en ligne] [ iGen3 06-19 ]
le polypeptide en croissance dans le site P rejoint un seul acide aminé dans le site A
fmet initial reste toujours inchangé

" vaciller " : l'appariement codon / anticodon passe 5' 3' sur codon
la dernière position peut manquer-paire
Moins ARNt espèces nécessaires :
Ex.: Trois ARNtser espèces pour six codons

ARNt
Anti-codon
Sérine alternative
codons d'ARNm
3'- AG G -5' 5'- UC C / U -3'
3'- AG U -5' 5'- UC A/G -3'
3'- UC G -5' 5'- AG C / U -3'

(3) Résiliation : libération de polypeptide [ iGen3 06-20 ]

ici : ARNm + ARNt ( lys-pro-gly-phe-fmet )

arrêter codons (UAG, UAA ou UGA) entre dans UNE placer
pas de correspondance ARNt:
facteur de libération clive le polypeptide du terminal ARNtm
le produit polypeptidique est : lys - pro - gly - phe - fmet

5'- sol U un un U C C U C - ARNm 3'

C'est un logique, pas un biochimique, relation amoureuse:
Parce que ARNm est transcrit à partir du brin modèle,
ce "ressemble à" le brin sens (sauf pour 'U').
Le contenu informationnel du brin sens de l'ADN et de l'ARNm est identique

Les séquences protéiques peuvent être lues directement de l'ADN :
Lis le sens brin dans le 5'3' direction,
Remplacer 'T' pour 'U' dans la table des codes [ou dans votre tête]
Les programmes informatiques ( Chromas , Sequencher, etc.) le font automatiquement

Il y a six voies possibles de lire un morceau de ADNdb
deux 5' 3' brins X Trois cadres de lecture dans chaque brin
Les cadres de lecture ouverts suggèrent des séquences de protéines

Déduire des séquences de protéines à partir de séquences d'ADN aléatoires est une activité de recherche majeure
Bioinformatique : extraction d'informations à partir de grands ensembles de données macromoléculaires

Les indices suivants sont utiles :
Rappelles toi que toutes les séquences codantes procaryotes :
sont lus uniquement dans le 5'3' direction
commencer par un "début" (AOT) codons
terminer par un "arrêter" (UAG, SAU, ou UGA) codon.
Ex. : un problème d'examen typique consiste à identifier un polypeptide de six acides aminés à partir d'une molécule d'ADNdb

Mais : dans la vraie vie, votre fragment d'ADN eucaryote cloné
peut ne pas avoir le codon de départ ou d'arrêt pour une protéine complète,
[et tous les codons AUG ne sont pas des codons 'start']
et peut être en partie ou entièrement un intron avec une ou plusieurs séquences « d'arrêt ».

Extraction de informations du hasard ADN séquences est une activité majeure de génomique

Ne présume pas qu'un ADNdb la molécule se lit de gauche à droite, sur le brin supérieur

Problèmes suggérés pour examen


MGA2 , p. 86-87
Problème résolu 1
Problème ## 1, 2, 3


4.7 : Traduction de l'ARN en protéine - Biologie

Figure 1 : Image en microscopie électronique de la transcription et de la traduction simultanées. L'image montre l'ADN bactérien et ses transcrits d'ARNm associés, chacun étant occupé par des ribosomes. (Adapté de O.L. Miller et al., Science 169:392, 1970.)

La transcription, la synthèse de l'ARNm à partir de l'ADN, et la traduction, la synthèse des protéines à partir de l'ARNm, sont les principaux piliers du dogme central de la biologie moléculaire. Comment les vitesses de ces deux processus se comparent-elles ? Cette question est rendue d'autant plus intéressante à la suite d'observations comme celles montrées sur la figure 1, à savoir l'existence des belles structures en « sapin de Noël » observées chez E. coli en microscopie électronique. Ces structures stéréotypées reflètent la transcription et la traduction simultanées du même gène et soulèvent la question de savoir comment les taux relatifs des deux processus se comparent rendant possible une telle synchronisation de ces deux processus disparates.

Figure 2 : Calcul du dos de l'enveloppe comparant les taux de transcription et de traduction montrant qu'ils sont effectivement très similaires. nt désigne des nucléotides, c'est-à-dire des bases.

La transcription de l'ARN dans E. coli à la fois de l'ARNm et de l'ARNr et de l'ARNt stables est effectuée par environ 1 000 à 10 000 molécules d'ARN polymérase (BNID 101440) à une vitesse maximale d'environ 40 à 80 nt/sec, comme indiqué dans le tableau 1 (BNID 104900, 104902, 108488). La traduction des protéines dans E. coli est effectuée par environ 10 000 à 100 000 ribosomes (BNID 101441) et se déroule à une vitesse maximale d'environ 20 aa/sec comme indiqué dans le tableau 2 (BNID 100059, 105067, 108490). Fait intéressant, étant donné que toutes les 3 paires de bases codent pour un acide aminé, les taux des deux processus sont presque identiques, comme le montre schématiquement la figure 2 (voir également BNID 108487). Si la traduction était plus rapide que la transcription, le ribosome entrerait en collision avec l'ARN polymérase chez les procaryotes où les deux processus peuvent se produire simultanément. Une telle traduction co-transcriptionnelle est devenue un matériau de manuel grâce à des images telles que la figure 1. Mais la microscopie récente d'une molécule unique montre que cela se produit relativement rarement et que la plupart des traductions ne sont pas couplées à la transcription dans E. coli (S. Bakshi et al., Mol Microbiol. 85:21, 2012). Rather, most translation takes place on mRNA that has already diffused away from the DNA rich nucleoid region to ribosome-rich cytoplasmic regions. The distribution of ribosomes in the cells is further shown in the vignette on “How many ribosomes are in a cell?”. In another twist and turn of the central dogma, it was shown that ribosomes can be important for fast transcription in bacteria (S. Proshkin et al., Science 328:504, 2010). The ribosomes seem to keep RNA polymerase from backtracking and pauses, which can otherwise be quite common for these machines, thus creating a striking reverse coupling between translation and transcription.

Table 1. Transcription rate measured across organisms and conditions. All values measured at 37°C except D. melanogaster measured at 22°C.

Table 2: Translation rate measured across organisms and conditions. All values measured at 37°C except for S. cerevisiae and N. crassa measured at 30°C.

What do the relative rates of transcription and translation mean for the overall time taken from transcription initiation to synthesized protein for a given gene? In bacteria, a one kb gene should take at maximal transcription rate about 1000 nt/80 nt/s ≈ 10s and translation elongation at maximal speed roughly the same. We note that the total time scale is the sum of an elongation time as above and the initiation time, which can be longer in some cases. Recently it was observed that increasing the translation rate, by replacing wobble codons with perfect matching codons, results in errors in folding (P. S. Spencer et al, J. Mol. Biol., 422:328, 2012). This suggests a tradeoff where translation rate is limited by the time needed to allow proper folding of domains in the nascent protein.

Figure 3: Effect of rifampin on transcription initiation. Electron micrographs of E. coli rRNA operons: (A) before adding rifampin, (B) 40 s after addition of rifampin, and (C) 70 s after exposure. After drug treatment, no new transcripts are initiated, but those already initiated are carrying on elongation. In parts (A) and (B) the arrow indicates the site where RNaseIII cleaves the nascent RNA molecule producing 16S and 23S ribosomal subunits. RNA polymerase molecules that have not been affected by the antibiotic are marked by the arrows in part (C). (Adapted from L. S. Gotta et al., J. Bacteriol. 20:6647, 1991.)

How are the rates of these key processes of the central dogma measured? This is an interesting challenge even with today’s advanced technologies. Let’s consider how we might attack this problem. One vague idea might be: “let’s express a GFP and measure the time until it appears”. To see the flaws in such an approach, check out the vignette on “What is the maturation time for fluorescent proteins?” (short answer – minutes to an hour), which demonstrates a mismatch of time scales between the processes of interest and those of the putative readout. The experimental arsenal available in the 1970’s when the answers were first convincingly obtained was much more limited. Yet, in a series of clever experiments, using electron microscopy and radioactive labeling these rates were precisely determined (Miller et al., Science 169:392, 1970 R. Y. Young & H. Bremer, Biochem. J., 152:243, 1975). As will be shown below, they relied on a subtle quantitative analysis in order to tease out the rates.

Measurements on transcription rates were based upon a trick in which transcription initiation was shut down by using the drug rifampin. Though no new transcription events can begin, those that are already under way continue unabated, i.e. rifampin inhibits the initiation of transcription, but not the elongation of RNA transcripts. As a result, this drug treatment effectively begins the running of a stopwatch which times how long since the last transcription process began. By fixing the cells and stopping the transcription process at different times after the drug treatment and then performing electron microscopy, resulting in images like that shown in Figure 3, it was possible to measure the length of RNA polymerase-free DNA. By taking into account the elapsed time since drug treatment the rate at which these polymerases are moving is inferred.

Figure 4: Dynamics of transcription in the fly embryo. (A) Schematic of the experiment showing how a loop in the nascent RNA molecule serves as a binding site for a viral protein that has been fused to GFP. (B) Depending upon whether the RNA loops are placed on the 5’ or 3’ end of the mRNA molecule, the time it takes to begin seeing GFP puncta will be different. The delay time is equal to the length of the transcribed region divided by the speed of the polymerase. (C) Microscopy images showing the appearance of puncta associated with the transcription process for both constructs shown in (B). (D) Distribution of times of first appearance for the two constructs yielding a delay time of 2.2 minutes, from which a transcription rate of 25 nt/s is inferred. Measurements performed at room temperature of 22OC. (adapted from H. G. Garcia, et al., Current Biology, 23, 2140–2145, 2013.)

The measurement of translation rates similarly depended upon finding an appropriate stopwatch, but this time for the protein synthesis process. The crux of the method is the following: start adding labeled amino acid at time zero and follow (“chase” as it is often called) the fraction of labeled protein of mass m as defined by looking at a specific band on a gel. Immediately after the pulse of labeled amino acids one starts to see proteins of mass m with radioactive labeled amino acids on their ends. With time, the fraction of a given protein mass that is labeled will increase as the chains have a larger proportion of their length labeled. After a time τm, depending on the transcript length, the whole chain will be labeled, as these are proteins that began their translation at time zero when the label was added. At this time one observes a change in the accumulation dynamics (when appropriately normalized to the overall labeling in the cell). From the time that elapsed, τm, and by knowing how many amino acids are in a polypeptide chain of mass m it is possible to derive an estimate for the translation rate. There are uncertainties associated with doing this that are minimized by performing this for different protein masses, m, and calculating a regression line over all the values obtained. For a full understanding of the method, the reader will benefit from the original study by Young & Bremer, Biochem. J., 160:185, 1976. It remains as a reliable value for E. coli translation rate to this day. We are not aware of newer methods that give better results.

Figure 5: Distribution of measured transcription elongation rates inferred from relieving transcription inhibition and sequencing all transcripts at later time points. (Adapted from G. Fuchs et al., Genome Bio., 15:5, 2014.)

What are the corresponding rates in eukaryotes? As shown in Tables 1 and 2, transcription in mammalian cells consists of elongation at rates similar to those measured in E. coli (50-100 nt/sec, BNID 105566, 105113, 100662). It is suggested that these stretches of rapid transcription are interspersed with pauses leading to an average rate that is about an order of magnitude slower (≈6 nt/sec, 100661), but some reports do not observe such slowing down (BNID 105565). Recent in-vivo measurements in fly embryos have provided a beautiful real-time picture of the transcription process by using fluorescence to watch the first appearance of mRNA as shown in Figure 4. Recently another approach utilizing the power of sequencing inferred the distribution of transcription elongation rates in a HeLa cell line as shown in Figure 5, showing a range of 30-100 nts/s with a median rate of 60 nts/s (BNID 111027). Remember that in eukaryotes, transcription and translation are spatially segregated, with transcription taking place in the nucleus and translation in the cytoplasm. Introns are excised from transcripts prior to translation taking about 5-10 minutes on average for this process of mRNA splicing (BNID 105568). Though our focus here was on transcript elongation, in some cases the rate limiting process seems to be the initiation of transcription. This is the process in which the RNA polymerase complex is assembled, and the two DNA strands are separated to form a bubble that enables transcription.

Figure 6: Inferring the rate of translation by the ribosome in mouse embryonic stem cells using ribosome profiling. (A) Inhibiting translation initiation followed by inhibition of elongation creates a pattern of ribosome stalling dependent on the time differences and rates of translation. Using modern sequencing techniques this can be quantified genome wide and the translation rate accurately measured for each transcript. (B) Measurement of the translation rate using the methodology indicated schematically in part (A). (Adapted from N. Ingolia et al., Cell, 146:789, 2011.

What about the rates of translation in eukaryotes? In budding yeast the rate is about 2 fold slower than that in bacteria (3-10 aa/s, BNID 107871), but one should note that the “physiological” temperature at which it is measured is 30ºC whereas for E. coli, measurements are at 37ºC. As discussed in the vignette on “How does temperature affect rates and affinities?”, the slower rate is what one would expect based on the general dependence of a factor of 2-3 per 10ºC (Q10 value, BNID 100919). Using the method of ribosome profiling based on high-throughput sequencing and schematically depicted in Figure 6, the translation rate in mouse embryonic stem cells was surveyed for many different transcripts. It was found that the rate is quite constant across proteins and is about 6 amino acids per second (BNID 107952). After several decades of intense investigation and ever more elaborate techniques at our disposal we seem to have arrived at the point where the quantitative description of the different steps of the central dogma can be integrated to reveal its intricate temporal dependencies.